建议于 -20℃ 长期保存，避免反复冻融。短期（1个月内）使用可置于 4℃ 保存。

不可以，本品为 变性还原 处理后的预染Marker，仅适用于 SDS-PAGE变性电泳。

降解通常由反复冻融或蛋白酶污染引起。建议将产品分装保存以避免反复冻融，并确保在无蛋白酶污染的环境中使用洁净的实验器具和新鲜配制的试剂。

本产品兼容多种常规电泳体系（Tris-Gly，Bis-Tris，Tris-HEPES等）。

Western Blot中Marker条带显影主要源于两种原因：一是抗体与Marker蛋白发生非特异性结合；二是目的蛋白表达量过低marker曝光过度；三是Marker条带中部分蛋白含His-tag。建议适当降低Marker上样量或提高样品上样量、在曝光时物理遮挡Marker条带、使用3%脱脂牛奶（TBST配制）进行封闭与抗体稀释，以降低非特异背景。

该产品蛋白均来自于重组原核蛋白，不含有任何动物源性蛋白。

预染蛋白与膜结合后，洗涤过程中的去污剂可能导致少量蛋白流失。使用NC膜时该现象更明显，因其对小蛋白的结合能力弱于PVDF膜。建议检测小于20 kDa蛋白时优先选用PVDF膜以增强结合强度；使用0.2 μm孔径的膜以提高蛋白保留率；转膜后可立即用笔标记条带位置，以便在后续实验中识别；同时可适当缩短洗涤时间或降低去污剂浓度以减少蛋白流失。

低分子量条带穿膜或转移过度时，可缩短转膜时间、降低电压 / 电流；转膜液中甲醇浓度建议控制在 10%-20%，并优先选用 0.2μm 孔径的膜以增强截留，促进蛋白与膜的结合。

可能是分离胶浓度低造成的，推荐使用较高浓度的分离胶，有助于小分子条带更加分散，便于观察。

建议于-20℃长期保存，避免反复冻融。短期（1个月内）使用可置于4℃保存。运输时需冰袋保温。

可能原因包括：

1) 使用前未充分回温混匀；

2) 电泳时间过长；

3) 凝胶浓度不匹配。请确保按说明书操作，并优化电泳条件；

4）SDS-PAGE胶凝胶时间是否充分；

5）电泳缓冲液建议现用现配，避免染菌。

1) 不同缓冲体系（如 Tris-Glycine、Bis-Tris，Tris-HEPES）和凝胶浓度会改变蛋白迁移率；

2) 预染蛋白需通过化学修饰偶联染料，修饰会改变其电荷、结构或疏水性，进而影响迁移行为；

3) 电泳电压 / 电流波动、凝胶聚合不均等操作因素也可能加剧差异。此为预染蛋白的正常特性，本品提供不同体系的指示分子量表供参考。

两种膜的主要区别在于蛋白结合机制和物理特性：

1. NC膜（硝酸纤维素膜）应用场景：

（1）快速检测或初筛实验：无需甲醇活化，直接浸入转膜缓冲液即可使用。

（2）适用分子量范围：20-200 kDa（小分子易穿透）。

（3）预算有限：NC 膜成本约为 PVDF 膜的 1/3。

2. PVDF膜（聚偏二氟乙烯膜）应用场景：

（1）优先低丰度蛋白：高蛋白载量可捕获更多目标分子。

（2）适用分子量范围：5-500 kDa（强疏水作用减少转移损失）。

（3）适用需重复使用或反复剥离抗体，机械强度高可耐受多次洗涤。

调整转膜参数：

1.对大分子量蛋白，可适当提高电压/电流或延长转印时间；

2. 优化转膜缓冲液：SDS通过增强蛋白质的负电性和流动性促进其从凝胶中洗脱，但同时会竞争性抑制蛋白质与膜的结合（该效应在硝酸纤维素膜上比PVDF膜更显著）。针对难转移的大分子量蛋白质（>100 kDa）大分子量蛋白易滞留凝胶中，可在转膜缓冲液中添加0.01-0.02% SDS促进洗脱。建议转膜前将凝胶置于含0.02-0.04% SDS的无甲醇缓冲液中预平衡10分钟，再使用含10%甲醇+0.01% SDS的缓冲液转印。

3. 调整甲醇浓度：甲醇可增强蛋白与膜结合，但会收缩凝胶孔径、降低转印效率，尤其影响大分子蛋白；建议将甲醇浓度控制在10%-20%，并使用高质量的分析级甲醇避免杂质干扰。

选择合适膜材：PVDF膜对蛋白结合能力优于NC膜，尤其适用于大分子量或低丰度蛋白；若使用NC膜，可尝试添加SDS改善转印效果。