若转膜指示条带（如预染Marker）缺失或异常，请检查转膜缓冲液、电极连接及转膜顺序；若Marker正常，则需排查样本中目的蛋白是否存在、是否降解，或验证抗体特异性及稀释比例。

建议降低蛋白上样量、抗体使用浓度、ECL发光液用量或缩短曝光时间，以获取清晰适中的信号强度。

常见原因为封闭不充分、一抗浓度过高、洗膜不彻底或抗体与封闭剂存在交叉反应，建议系统优化封闭与洗涤步骤，并验证抗体特异性。

可适当延长发光液孵育时间（如2–3分钟）；若为低丰度蛋白检测，建议选用更高灵敏度发光液（CW0049）。

建议将发光液分次、少量滴加于膜上，避免一次性大面积覆盖导致过快消耗；若信号衰减明显，可补加新鲜发光液后再次成像。

若背景干净且信号持续时间正常，多为抗体浓度过高引起，需进一步稀释一抗；若背景脏、信号持续时间短，则可能与HRP过量有关，建议稀释HRP标记二抗。

此为HRP酶过量导致底物局部快速耗尽所致，建议将HRP标记抗体稀释至少10倍以上，并优化抗体孵育条件。

若转膜指示条带（如预染Marker）缺失或异常，请检查转膜缓冲液、电极连接及转膜顺序；若Marker正常，则需排查样本中目的蛋白是否存在、是否降解，或验证抗体特异性及稀释比例。

建议降低蛋白上样量、抗体使用浓度、ECL发光液用量或缩短曝光时间，以获取清晰适中的信号强度。

常见原因为封闭不充分、一抗浓度过高、洗膜不彻底或抗体与封闭剂存在交叉反应，建议系统优化封闭与洗涤步骤，并验证抗体特异性。

可适当延长发光液孵育时间（如2–3分钟）；若为低丰度蛋白检测，建议选用更高灵敏度发光液（CW0049P）。

建议将发光液分次、少量滴加于膜上，避免一次性大面积覆盖导致过快消耗；若信号衰减明显，可补加新鲜发光液后再次成像。

若背景干净且信号持续时间正常，多为抗体浓度过高引起，需进一步稀释一抗；若背景脏、信号持续时间短，则可能与HRP过量有关，建议稀释HRP标记二抗。

此为HRP酶过量导致底物局部快速耗尽所致，建议将HRP标记抗体稀释至少10倍以上，并优化抗体孵育条件。

本产品含有蓝色溴酚蓝和红色派洛宁γ双染料，既能监控电泳进程，又能通过红色条带验证Western转膜效率。

溴酚蓝作为电泳前沿指示剂，用于监控电泳进程；派洛宁γ作为转膜参照染料，其红色条带可转移至印迹膜上，直观显示转膜效果。

在不同浓度的凝胶中，两种染料的相对迁移位置可能发生变化；为保持稳定性，建议短期频繁使用时置于2-8℃保存。

按1:4比例与蛋白样品混合，沸水浴加热3-5分钟，离心后直接上样，根据样品情况可适当延长加热时间。

转膜完成后，观察红色派洛宁γ条带是否从凝胶完全转移至膜上，条带的清晰度和完整性直接反映转膜的均匀性和效率。

本产品CW0028不含还原剂，能特异性保持蛋白质分子内和分子间的二硫键，而还原型缓冲液CW0027会断裂所有二硫键。

不是。本品含有SDS，会使蛋白质变性并线性化。“非还原”特指在变性条件下保留二硫键，但蛋白质的高级构象已改变。

适用于分析由二硫键连接的蛋白复合物、抗体（观察完整IgG条带）、二硫键异构体以及需要研究二硫键功能的变性电泳实验。

按1:4比例与蛋白样品混合，沸水浴加热3-5分钟，确保SDS与蛋白充分结合，根据样品情况可适当延长加热时间。

SDS在低温下易析出，使用前在室温或37℃解冻并轻轻摇匀，确保SDS完全溶解和溶液混合均匀。

本产品含有DTT还原剂，能断裂蛋白质分子内和分子间的二硫键，使蛋白亚基充分分离。

适用于常规Western Blot、蛋白分子量准确测定、需要完全变性的蛋白样品分析。

按1:4比例与蛋白样品混合，沸水浴加热3-5分钟，确保SDS与蛋白充分结合，根据样品情况可适当延长加热时间。

SDS在低温下易析出，使用前在室温或37℃解冻并轻轻摇匀，确保SDS完全溶解和溶液混合均匀。

本产品经过特殊优化，可兼容高达1%的多种去垢剂（如SDS、Triton X-100等），极大降低了去垢剂对检测的干扰。

标准曲线的线性检测范围为100 - 2000mg/mL，建议使用与待测样品相同的缓冲液来配制标准品。

是的。为了获得最准确的数据，建议每次测定时都绘制新的标准曲线。

室温孵育2分钟，振荡后读数，60分钟内完成。在2-30分钟之间读数，结果更为稳定。

不影响。染色液在低温储存后出现沉淀属正常现象，使用前上下翻转混匀至沉淀完全溶解即可。

染色液需从4℃取出，恢复至室温并充分混匀后使用，此操作有助于提高检测灵敏度。

不可以。本方法无法有效检测分子量低于3 KD的小分子蛋白。

若样本浓度过高，请使用与样品相同的缓冲液进行稀释后重测；若浓度过低，则可能无法准确定量。

本品为优化的Bradford试剂盒，相比常规Bradford定量试剂盒具有更优的去垢剂（如SDS、Triton）耐受性；相比BCA试剂盒具有更快的检测速度（2分钟），但BCA定量灵敏度通常更高。

如果样本浓度太高，需要预先做稀释，建议通过预实验确定样本稀释范围。如果浓度过低，可尝试浓缩样本，或使用灵敏度更高的检测方法（如微量BCA试剂盒CW2011S）

主要原因是加样量不准确，建议校准移液器并规范操作，必要时可剔除偏差较大的点重新拟合曲线。

①试剂在低温条件或长期保存出现沉淀时，请上下翻转混匀溶解；

②建议每次测定蛋白样品浓度时，都须绘制标准曲线，以获得准确数据；

③BSA蛋白标准（BSA Standard Solution）请在全部溶解并混匀后使用；

④染色液（Bradford Protein Assay Reagent）需要恢复到室温再使用，有利于提高检测的灵敏度；

⑤使用Bradford法蛋白定量时，被检测的肽或蛋白质的分子量须大于3 KD，低于此分子量的 肽或蛋白质无法检测。

CW0013适用于常规蛋白样品快速定量，检测范围0.1-1.5 mg/mL，特别适合无高浓度去垢剂的样本。

关键要控制反应时间，需在加入染色液后10分钟内完成检测，以避免沉淀产生并确保结果准确。

主要因加样误差导致，建议校准移液器；可剔除1-2个偏差大的点重绘曲线，但需保证足够的点数。

染色液需4℃保存，使用前应恢复至室温并颠倒混匀，此操作有助于提高检测灵敏度。

兼容性较差，需确保SDS<0.1%，Triton X-100<0.2%。若样品中含较高浓度去垢剂，建议换用BCA法试剂盒或专用的耐去垢剂型Bradford试剂盒。

若浓度过高，需预先稀释样本；建议通过预实验确定合适的稀释倍数。

推荐使用塑料比色皿；若使用玻璃或石英比色皿，检测后需立即用95%乙醇清洗。

微量BCA蛋白定量试剂盒(CW2011)适用于低浓度蛋白样品，检测范围更灵敏（2.5-200 μg/mL），而标准BCA试剂盒（CW0014）适用于较高浓度范围（20-2000 μg/mL）。

若样本浓度过高，应进行适当稀释；若浓度过低，建议浓缩样本或使用灵敏度更高的微量BCA蛋白定量试剂盒 (CW2011)。

通常由加样误差引起，建议校准移液器并确保操作准确；可剔除明显偏差点后重新拟合曲线，但需确保标准曲线包含不少于5个有效浓度点。

可于 37℃孵育并搅拌助溶；若出现微生物污染，则不建议继续使用。

建议使用与待测蛋白样品相一致的稀释液（如PBS、生理盐水或样品缓冲液）来溶解和稀释BSA标准品，以保持标准品与样品背景的一致性和结果的准确性。

是的，由于显色受时间和温度影响显著，建议每次实验均制作新的标准曲线以保证准确性。

这是信噪比不足所致，建议延长孵育时间或提高孵育温度以增强信号；若信噪比仍不足，可舍弃该点但需保留至少5个有效浓度点。

工作液需现配现用，在室温密封条件下可稳定保存24小时；为防止操作误差，配制时建议额外多配制1-2个样本的用量。

较高浓度的还原剂（如 DTT、β-巯基乙醇）、脂类、硫酸铵等会干扰测定。建议查阅产品说明书中的干扰物质表，或换用 Bradford 法试剂盒（CW0013或CW8213）。

本试剂盒（CW2011）专为低浓度蛋白样品设计，检测范围更灵敏（2.5-200 μg/mL），而标准BCA试剂盒（CW0014）适用于较高浓度范围（20-2000 μg/mL）。

是的。由于灵敏检测对显色反应的条件更为苛刻，为获得准确的低浓度数据，建议每次测定均制作新鲜的标准曲线。

若样本浓度过高，可用与样品一致的稀释液稀释后重测，或改用适用于高浓度范围的标准BCA试剂盒（CW0014）；若浓度过低，可尝试增加样本用量。

主要原因是低浓度区间加样误差被放大，建议使用校准过的精密移液器；可剔除明显离群点，但需确保标准曲线保留不少于5个有效浓度点。

可于 37℃孵育并搅拌助溶；若出现微生物污染，则不建议继续使用。

较高浓度的还原剂（如DTT、β-巯基乙醇）、脂类、硫酸铵等会严重干扰。具体耐受浓度请参阅说明书附录，若干扰严重，建议换用Bradford法试剂盒（CW0013/CW8213）。

建议使用与待测蛋白样品相一致的稀释液（如PBS、生理盐水或样品缓冲液）来溶解和稀释BSA标准品，以保持标准品与样品背景的一致性和结果的准确性。

可以。本试剂盒通过PI对DNA进行染色，基于DNA含量分析细胞周期（G1/S/G2-M期），并可识别DNA含量低于G1期细胞的亚G1峰（Sub-G1），用以指示凋亡细胞。

确保使用低速进样，并通过QC校准仪器；使用预冷的75%乙醇过夜固定；将细胞量控制在2×10⁵~1×10⁶之间。

可能由于细胞状态不佳、密度过高发生接触抑制或培养条件不理想；对于无增殖能力的细胞（如某些原代细胞），亦无法观察到G2/M期。

Sub-G1峰代表DNA含量低于G1期的细胞群体，是细胞发生凋亡或坏死的特征；但需在样本制备过程中轻柔操作，以排除机械损伤造成的假阳性。

通常因圈门时包含了细胞粘连体，或所选拟合模型不适用；建议在分析前排除粘连细胞，并尝试更换不同的拟合软件模块。

不可以。直接加入高浓度乙醇会导致细胞成团和固定效果差。正确步骤是先用PBS充分重悬细胞，再逐滴加入无水乙醇至终浓度为75%。

G2/G1峰的荧光强度比值理论应为2，是仪器线性度和样本制备质量的内参；该比值显著偏离2时，提示DNA染色或仪器校准可能存在问题。

每次实验应至少包括：

①实验组：正常操作处理；

②阳性对照组：使用试剂盒提供的DNase I进行处理；

③阴性对照组：使用ddH₂O替代TdT Enzyme进行处理。

阳性对照 (DNase I 处理)：用于验证本次实验操作和试剂盒有效性。如果阳性对照无信号，则表明实验体系或操作有问题；

阴性对照 (ddH₂O处理)：用于排除非特异性染色和细胞自发荧光，是判断背景高低和设置拍摄参数的基准。

①有些细胞，比如平滑肌核酸酶或聚合酶活性水平较高，使得DNA全部被切断，易导致假阳性。建议:取出细胞后要立即固定并充分固定，以阻止这些酶的活性，同时设置阴性对照；

②固定液浓度过高或过低，导致中心部分细胞固定效果不佳，而使得中心部细胞自溶、DNA链出现不规则断裂，产生假阳性。建议:推荐使用4%多聚甲醛；

③TdT酶反应时间过长或Tunel反应过程中反应液发生蒸发或渗漏，细胞表面不能保持湿润注意控制反应时间，并确保TdT酶反应液能很好地覆盖样品；

④有些试剂或细胞存在自发荧光，选择染料时要避开自发荧光的颜色。

①固定不充分。固定液首选4%多聚甲醛，现用现配。不建议使用乙醇,乙醇固定液的渗透力较弱，影响TUNEL标记效率；

②通透不充分，TdT酶未能到达核内，可适当增加通透时间。或通透过度，标准通透条件（0.4% Triton X-100）如导致过度通透，细胞可用0.2% Triton X-100溶液通透5-30 min，不同的细胞所需要的通透时间略有不同，适当调整；

③延长标记时间至2h,并适当增加TdT酶及dUTP的用量；

④确定实验对象细胞有凋亡。准备一份DNase l处理的阳性对照,验证TdT酶反应是否正确进行。

①乙醇、甲醇或甲醛(市面上购买的甲醛大多含有甲醇) 固定的样品标记效率较低(因为在固定时染色质未能与蛋白质交联，而在操作中丢失)，采用推荐的固定液；

②固定时间过长,导致交联程度过高,减少固定时间；

③贴壁细胞如果使用药物诱导凋亡,会细胞皱缩,贴壁黏附力降低,导致凋亡细胞容易脱落。建议:在凋亡诱导结束后，可以对多孔板进行1000 g离心5 min，然后再吸出培养基并用PBS洗涤。如果没有适合的离心机，请注意操作轻缓，防止发生凋亡的细胞在洗涤时被洗去。后续整个操作也需要轻缓。

①支原体污染:可以使用支原体染色检测试剂盒验证；

②TdT酶反应时间过长,可以用试剂盒提供的TdT酶稀释液将TdT酶稀释2-5倍后再按照说明书操作,稀释后的TdT酶仅供当日使用；

③处于高速分裂和增殖状态中的细胞,有时也会出现细胞核中的DNA 断裂。建议: 在非高增殖期取样检测；

④有些试剂或细胞存在自发荧光,选择染料时要避开自发荧光的颜色；

⑤DAB 孵育时间过长，减少DAB 染色时间；

⑥Biotin-X-dUTP 的非特异性结合，在TdT酶反应之后，再用含0.1% Triton X-100 和1 mg/mlBSA 的PBS 洗三次。

可在TUNEL反应结束后对细胞核进行染色。

Annexin V法检测凋亡早期因膜不对称性丧失而外翻的磷脂酰丝氨酸，可与PI联用，通过流式细胞术实现早期与晚期凋亡的定量区分；TUNEL法则检测凋亡晚期产生的DNA断裂片段，适用于组织切片等样本的原位细胞观测。

每次实验应至少包括：

①实验组：正常操作处理；

②阳性对照组：使用试剂盒提供的DNase I进行处理；

③阴性对照组：使用ddH₂O替代TdT Enzyme进行处理。

阳性对照 (DNase I 处理)：用于验证本次实验操作和试剂盒有效性。如果阳性对照无信号，则表明实验体系或操作有问题；

阴性对照 (ddH₂O处理)：用于排除非特异性染色和细胞自发荧光，是判断背景高低和设置拍摄参数的基准。

①有些细胞，比如平滑肌核酸酶或聚合酶活性水平较高，使得DNA全部被切断，易导致假阳性。建议:取出细胞后要立即固定并充分固定，以阻止这些酶的活性，同时设置阴性对照；

②固定液浓度过高或过低，导致中心部分细胞固定效果不佳，而使得中心部细胞自溶、DNA链出现不规则断裂，产生假阳性。建议:推荐使用4%多聚甲醛；

③TdT酶反应时间过长或Tunel反应过程中反应液发生蒸发或渗漏，细胞表面不能保持湿润注意控制反应时间，并确保TdT酶反应液能很好地覆盖样品；

④有些试剂或细胞存在自发荧光，选择染料时要避开自发荧光的颜色。

①固定不充分。固定液首选4%多聚甲醛，现用现配。不建议使用乙醇,乙醇固定液的渗透力较弱，影响TUNEL标记效率；

②通透不充分，TdT酶未能到达核内，可适当增加通透时间。或通透过度，标准通透条件（0.4% Triton X-100）如导致过度通透，细胞可用0.2% Triton X-100溶液通透5-30 min，不同的细胞所需要的通透时间略有不同，适当调整；

③延长标记时间至2h,并适当增加TdT酶及dUTP的用量；

④确定实验对象细胞有凋亡。准备一份DNase l处理的阳性对照,验证TdT酶反应是否正确进行。

①乙醇、甲醇或甲醛(市面上购买的甲醛大多含有甲醇) 固定的样品标记效率较低(因为在固定时染色质未能与蛋白质交联，而在操作中丢失)，采用推荐的固定液；

②固定时间过长,导致交联程度过高,减少固定时间；

③贴壁细胞如果使用药物诱导凋亡,会细胞皱缩,贴壁黏附力降低,导致凋亡细胞容易脱落。建议:在凋亡诱导结束后，可以对多孔板进行1000 g离心5 min，然后再吸出培养基并用PBS洗涤。如果没有适合的离心机，请注意操作轻缓，防止发生凋亡的细胞在洗涤时被洗去。后续整个操作也需要轻缓。

①支原体污染:可以使用支原体染色检测试剂盒验证；

②TdT酶反应时间过长,可以用试剂盒提供的TdT酶稀释液将TdT酶稀释2-5倍后再按照说明书操作,稀释后的TdT酶仅供当日使用；

③处于高速分裂和增殖状态中的细胞,有时也会出现细胞核中的DNA 断裂。建议: 在非高增殖期取样检测；

④有些试剂或细胞存在自发荧光,选择染料时要避开自发荧光的颜色；

⑤DAB 孵育时间过长，减少DAB 染色时间；

⑥Biotin-X-dUTP 的非特异性结合，在TdT酶反应之后，再用含0.1% Triton X-100 和1 mg/mlBSA 的PBS 洗三次。

可在TUNEL反应结束后对细胞核进行染色。

Annexin V法检测凋亡早期因膜不对称性丧失而外翻的磷脂酰丝氨酸，可与PI联用，通过流式细胞术实现早期与晚期凋亡的定量区分；TUNEL法则检测凋亡晚期产生的DNA断裂片段，适用于组织切片等样本的原位细胞观测。

活细胞为Annexin V^-/PI^-，早期凋亡细胞为Annexin V⁺/PI^-，晚期凋亡与坏死细胞为Annexin V⁺/PI⁺，裸核细胞为Annexin V^-/PI⁺。

可以。适用于无核细胞或存在PI干扰的情况，如使用阿霉素处理的样本或红细胞检测。

不可以。该试剂盒适用于细胞悬液，不推荐用于组织切片。

通常由机械损伤、消化过度或刺激过强引起的非凋亡途径的细胞死亡，需优化处理条件与细胞操作流程。

可能因细胞初始活性差、处理时间或浓度不当导致假阳性或假阴性。

常见原因包括存在EDTA残留、未使用Binding Buffer缓冲液、染色后洗涤细胞丢失、细胞状态差或外源刺激剂量不当。

Annexin V法检测凋亡早期因膜不对称性丧失而外翻的磷脂酰丝氨酸，可与PI联用，通过流式细胞术实现早期与晚期凋亡的定量区分；TUNEL法则检测凋亡晚期产生的DNA断裂片段，适用于组织切片等样本的原位细胞观测。

Annexin V为钙依赖性蛋白，EDTA会螯合Ca²⁺，影响其与磷脂酰丝氨酸的结合，导致结果偏差。

活细胞为Annexin V^-/PI^-，早期凋亡细胞为Annexin V⁺/PI^-，晚期凋亡与坏死细胞为Annexin V⁺/PI⁺，裸核细胞为Annexin V^-/PI⁺。

可以。适用于无核细胞或存在PI干扰的情况，如使用阿霉素处理的样本或红细胞检测。

不可以。该试剂盒适用于细胞悬液，不推荐用于组织切片。

通常由机械损伤、消化过度或刺激过强引起的非凋亡途径的细胞死亡，需优化处理条件与细胞操作流程。

可能因细胞初始活性差、处理时间或浓度不当导致假阳性或假阴性。

常见原因包括存在EDTA残留、未使用Binding Buffer缓冲液、染色后洗涤细胞丢失、细胞状态差或外源刺激剂量不当。

Annexin V法检测凋亡早期因膜不对称性丧失而外翻的磷脂酰丝氨酸，可与PI联用，通过流式细胞术实现早期与晚期凋亡的定量区分；TUNEL法则检测凋亡晚期产生的DNA断裂片段，适用于组织切片等样本的原位细胞观测。

Annexin V为钙依赖性蛋白，EDTA会螯合Ca²⁺，影响其与磷脂酰丝氨酸的结合，导致结果偏差。

同样的扩增产物也会出现Tm 值有微小差异，一般差异在 1 度以内都可以接受。

一般 CT 值与模板起始浓度呈负相关，浓度越高，CT 值越小。但也有很多特殊情况， 比如体系中存在抑制物或是模板不纯，这时候稀释模板反而能使 CT 值变低。

不会。根据产品介绍，RNasin能够特异地抑制RNase，不影响后续的反转录及翻译等实验过程

1 U/μL

（1）具体计算方法请参考说明书，若计算得到的用量超过最低/最高值，则建议直接按最低/最高用量使用；

（2） 若载体片段过长、插入片段过长或片段数过多，克隆阳性率均会降低；

（3） 若某一组分浓度过高可适当稀释后使用，每个组分的用量最好不低于1 μL

（4）当插入片段扩增模板是与克隆载体抗性相同的环状质粒时，推荐加入阴性对照（只加片段）；

阳性率和菌落数相关，菌落数一定程度上说明了阳性率，如果客户没有菌落数量要求，在平板上能够挑到阳性即可，是可以调低模板，对于大片段需要投入80-200ng，小片段可放低至20-60ng，具体还需要客户自行调整。

连接片段不要小于200bp，最好在500bp 及以上；最大测试过12k，能够连接且阳率正确。

有要求，合成引物时GC 含量尽量在40-60 之间以确保后续连接效率。

如果黏性末端形成稳定的二级结构，如发夹结构或者茎环结构，那么成功率会大受影响。

（1）重新定量投入模板量，确认模板起始量是否正确。若低于下限，需提高投入模板量；

（2）若模板质量较差，可依据说明书适当提高循环数或使用高质量模板；

（3）请确认每一步体系以及程序是否按照说明书进行，并注意每一步骤中各项操作细节；

将同样index的样品分开不同的lane上机。

可以。原核生物RNA没有polyA尾，所以在逆转录反应体系中需要以Random primer作为逆转录引物。

对于大多数基因，延长逆转录时间对逆转录效率并没有显著提升；对于一些GC含量较高或含高级结构的模板，延长逆转录时间可提升逆转录效率。

根据实验的具体情况选择随机引物、Oligo dT或基因特异性引物进行逆转录。

(1) 随机引物：随机结合在RNA的任何区域，适用于rRNA、mRNA、tRNA等所有RNA类型的逆转录反应。

(2) Oligo dT：适用于具有PolyA尾的RNA（原核生物RNA、真核生物的rRNA和tRNA不具有PolyA尾）。 由于Oligo dT结合在PolyA尾上，所以对 RNA 样品的质量要求较高，即使有少量的降解也会使全长cDNA合成量大大减少。

(3) 基因特异性引物：与模板序列互补，适用于序列已知的基因逆转录。cDNA后续进行PCR扩增长片段，一般用Oligo dT或者基因特异性引物，不建议使用随机引物，因为随机引物是随机结合的，cDNA片段会偏短，可能会对长片段扩增造成稀释，后续扩增不出全长的目的基因；cDNA后续进行qPCR，一般使用Oligo dT和随机引物的混合物，可以避免3’端和5’端的扩增偏好性。

不可以，逆转录产物cDNA是混合物，除了cDNA产物以外，还有buffer、逆转录酶、引物，同时还包含未转录的模板RNA，总RNA中的tRNA、rRNA等，都会干扰浓度测定结果，因此不能反应真实的cDNA产量。

对于大多数基因，延长逆转录时间对逆转录效率并没有显著提升；对于一些GC含量较高或含高级结构的模板，延长逆转录时间可提升逆转录效率。

RNA质量从两个方面反应：

(1) RNA完整度。通过琼脂糖凝胶电泳验证RNA完整度。以真核生物为例，完整的总RNA有清晰的三条带，分子量从大到小分别为28S、18S、5S，并且28S是18S亮度的两倍；若能看见三条带，但带型模糊或弥散，则说明RNA有部分降解，此时请立即进行逆转录反应，并适量加大模板量；若只能看见分子量很小的一条带或没有条带，则 RNA 已完全降解，需要重新提取。

(2) RNA的纯度。RNA的纯度可以通过OD260/280和OD260/230两个比值是否在1.8-2.1范围内进行判断，蛋白、离子等残留会使比值降低。

不可以，逆转录产物cDNA是混合物，除了cDNA产物以外，还有buffer、逆转录酶、引物，同时还包含未转录的模板RNA，总RNA中的tRNA、rRNA等，都会干扰浓度测定结果，因此不能反应真实的cDNA产量。

从以下几个方面进行问题的排查：①加样准确度；②移液器吸取液体的准确度；③定期校准qPCR仪。

如果基因扩增CT值超过30，使用PCR产物通过梯度稀释创建标准曲线，判断该引物扩增效率，若扩增效率满足90-120%，则可以判断该基因扩增CT值偏大是由于基因表达量低所致。

(1) 加样体积失准，使用准确度较好的移液枪，扩大反应体系，将模板做高倍稀释，以大体积加入反应体系中；

(2) 定量PCR仪不同位置温度控制不一致。定期校准仪器。

(3) 模板浓度太低。模板浓度越稀，重复性越差，减少模板稀释度或提高加样体积。(4) 做4-6个复孔，删除其中重复性不好的孔，将剩余的进行后续计算。

(1) 更换新的Mix、引物、模板。

(2) 反应体系尽可能在超净台内操作，减少气溶胶污染。超净台内台面需要定期使用稀释后的84消毒液进行擦拭，使用酒精棉球擦拭移液器，并使用紫外灯照射，以消除长期加样造成的核酸污染。

(1) 更换新的Mix、引物、模板。

(2)  反应体系尽可能在超净台内操作，减少气溶胶污染。超净台内台面需要定期使用稀释后的84消毒液进行擦拭，使用酒精棉球擦拭移液器，并使用紫外灯照射，以消除长期加样造成的核酸污染。

(3)  严禁在加样房间打开qPCR产物的管盖。

(4) 使用酶和核酸清除剂。

(1) 扩增曲线不光滑：信号太弱，经系统矫正后产生。建议提高模板浓度重复实验。

(2) 扩增曲线断裂或下滑：一般由于模板浓度较高，基线的终点值大于CT值。建议减小基线终点（CT值-4），重新分析数据。

(3) 个别扩增曲线突然骤降：反应管内留有气泡，由于温度升高后气泡破裂，使仪器检测到的荧光值突然降低所致。建议反应前要仔细检查反应管内是否有气泡残留。

(4) 标准曲线扩增小于90%或者大于120%，线性关系不佳。

没有具体的稀释参考倍数，一般cDNA每稀释10倍CT值变大3.3，可以根据这个规律进行合适的稀释。可以使用cDNA原液、10倍稀释液、100倍稀释液作为模板进行定量实验，根据规律选择CT值落在18-28，或者15-33范围内的稀释倍数。也可以参考换试剂之前的稀释倍数。

(1) 扩增曲线不光滑：信号太弱，经系统矫正后产生。建议提高模板浓度重复实验。

(2) 扩增曲线断裂或下滑：一般由于模板浓度较高，基线的终点值大于CT值。建议减小基线终点（CT值-4），重新分析数据。

(3) 个别扩增曲线突然骤降：反应管内留有气泡，由于温度升高后气泡破裂，使仪器检测到的荧光值突然降低所致。建议反应前要仔细检查反应管内是否有气泡残留。

(1) 加样误差。加大模板稀释倍数，提高加样体积，使用不同稀释梯度的浓度更准确；

(2) 标准品降解，重新制备标准品，重复实验；

(3) 模板浓度过高，存在抑制反应，增加模板稀释倍数；

(4) 引物扩增特异性不好，重新设计引物重复实验。

NTC出现扩增一般会有两种情况：

(1) NTC与目的基因融解曲线峰形不重叠。一般NTC的Tm值较目的基因Tm值小。这种情下，NTC的CT值是由引物二聚体造成的，并不影响目的基因CT值的采集。(2)  NTC与目的基因融解曲线峰形重叠。NTC的Tm值等于目的基因的Tm值。这种情况下，说明体系已被气溶胶污染了。

CW0690含染料，扩增后可直接进行凝胶电泳

(1) 适当提高引物浓度，同时检验引物是否降解。

(2) 确认模板的质量，长期放置、反复冻融会导致模板断裂、开环或降解，应使用新鲜制备的DNA双链作为模板。

(3)延长延伸时间，提高循环数。

(1) 引物与靶序列可能有非特异性互补或自身聚合成二聚体，降低引物浓度进行优化，或重新设计引物。

(2) 模板降解或过量，通过电泳检查模板完整性及浓度，必要时重新纯化模板。

(3) 提高退火温度，降低循环数调整；若出现比目的条带大的杂带，可缩短延伸时间、降低循环数。

(1) 制胶时确保胶完全融化。

(2) 检查引物是否降解。

(3) 通过电泳检检查模板是否降解或过量，以及模板完整性。

(1) 引物设计不合理，扩增序列与非目的扩增序列有同源性，PCR也可以扩增出非靶序列的序列。

(2) 若扩增产物条带大小与目的条带一致，说明有污染更换新的Mix、水或引物重复实验。反应体系在超净工作台内配制，减少气溶胶污染。

CW9309适用于DNA（如质粒）的转染实验。

制备复合物的时候需要使用无血清培养基，而加入细胞中的时候不要求无血清培养

需要，转染过程中细胞膜通透性增加，培养基中的抗生素会进入细胞内，对细胞造成损伤，严重影响转染效率和细胞状态。建议在制备转染复合物前更换为无抗生素的完全培养基。

可能原因包括：

① CW9309与核酸比例不佳，需优化比例，建议首次使用设置梯度进行摸索。

②操作不规范，需先将试剂与DNA/RNA分别用无血清培养基稀释，再将稀释后的核酸滴加至稀释后的转染试剂中。

③细胞密度建议在70%-90%，且细胞活力高、无支原体污染、传代次数适中。

④核酸纯度不佳，应使用高纯度、无内毒素的核酸。

可能原因包括：

①试剂过量，可适当减少CW9309或核酸的用量。

②转染复合物分布不均，添加转染复合物时应确保其均匀分散于培养基中，避免局部浓度过高。

③细胞状态不佳；对于敏感细胞，可采用转染前换液或转染后6-12小时换液的方法。

CW9302适用于DNA（如质粒）和RNA（如siRNA、mRNA） 的转染实验。

制备复合物的时候需要使用无血清培养基，而加入细胞中的时候不需要更换成无血清培养基。

需要，转染过程中细胞膜通透性增加，培养基中的抗生素会进入细胞内，对细胞造成损伤，严重影响转染效率和细胞状态。建议在制备转染复合物前更换为无抗生素的完全培养基。

可能原因包括：

① CW9302与核酸比例不佳，需优化比例，建议首次使用设置梯度进行摸索。

②操作不规范，需先将试剂与DNA/RNA分别用无血清培养基稀释，再将稀释后的核酸滴加至稀释后的转染试剂中。

③细胞密度建议在70%-90%，且细胞活力高、无支原体污染、传代次数适中。

④核酸纯度不佳，应使用高纯度、无内毒素的核酸。

可能原因包括：

①试剂过量，可适当减少CW9302或核酸的用量。

②转染复合物分布不均，添加转染复合物时应确保其均匀分散于培养基中，避免局部浓度过高。

③细胞状态不佳；对于敏感细胞，可采用转染前换液或转染后6-12小时换液的方法，或使用毒性更低的CW9301产品。

CW9301适用于DNA（如质粒）的转染实验。

制备复合物的时候需要使用无血清培养基，而加入细胞中的时候不需要更换成无血清培养基。

需要，转染过程中细胞膜通透性增加，培养基中的抗生素会进入细胞内，对细胞造成损伤，严重影响转染效率和细胞状态。建议在制备转染复合物前更换为无抗生素的完全培养基。

可能原因包括：

① CW9301与核酸比例不佳，需优化比例，建议首次使用设置梯度进行摸索。

②操作不规范，需先将试剂与DNA/RNA分别用无血清培养基稀释，再将稀释后的核酸滴加至稀释后的转染试剂中。

③细胞密度建议在70%-90%，且细胞活力高、无支原体污染、传代次数适中。

④核酸纯度不佳，应使用高纯度、无内毒素的核酸。若经上述优化仍不理想，可使用转染效率更高的CW9302。

可能原因包括：

①试剂过量，可适当减少CW9301或核酸的用量。

②转染复合物分布不均，添加转染复合物时应确保其均匀分散于培养基中，避免局部浓度过高。

③细胞状态不佳；对于敏感细胞，可采用转染前换液或转染后6-12小时换液的方法。

不会。试剂成分WST-8及其反应产物甲臜均为水溶性分子，不会进入细胞内。反应结束后更换培养基即可完全清除。

不会。通过设置空白对照（培养基+CCK-8）扣除本底吸光度，可有效消除酚红的影响。

贴壁细胞建议至少1000个/孔（100μl培养基），悬浮细胞至少2500个/孔。建议通过预实验确定最佳接种密度。

常规加入量为培养基体积的10%。

一般情况下无需更换。但当培养基中存在氧化还原性物质或细胞死亡释放乳酸脱氢酶时，建议在加入CCK-8前更换新鲜培养基，以消除药物干扰。若影响较小，可通过设置药物空白对照进行本底扣除。

空白值高：检查培养基是否污染，可通过过滤除菌或更换新培养基解决

实验值高：可能因细胞数量过多、反应时间过长或存在还原性物质，应减少细胞数、缩短反应时间至1小时或更换培养基

可通过增加细胞数量或延长CCK-8孵育时间（1-4小时）来改善。

死亡细胞释放的乳酸脱氢酶仍能还原WST-8，或待测药物本身具有还原性。建议加入CCK-8前更换新鲜培养基。

建议进行预培养（如24小时贴壁），以保证细胞内脱氢酶活性稳定。如不进行预培养，需确保标准曲线与检测条件一致。

PVDF膜效果佳，NC膜次之。

本产品专为化学发光法Western Blot设计，适用于ECL及其他同类化学发光检测试剂；不适用于DAB、NBT/BCIP等非化学发光显色系统。

剥离时间需根据目的蛋白的表达水平进行优化。对于低表达量蛋白，建议剥离15分钟左右；对于高表达量蛋白（如内参）或高上样量情况，可延长至20-40分钟，适当延长处理时间对膜蛋白影响不大。如遇剥离不彻底，可通过延长剥离时间至1小时，或提高反应温度至37℃孵育30分钟。建议优先剥离低表达量蛋白，再进行高表达量蛋白的孵育，以获得最佳效果。

为保证剥离效果的一致性与稳定性，本产品不建议重复使用。重复使用可能导致剥离效率下降、交叉污染风险增加，建议每次使用新鲜试剂。

适用于从 1–5 mL 血浆、血清、尿液等无细胞体液 中提取游离DNA

可能原因包括：

1) Proteinase K失活（因加样顺序错误）。解决办法：必须最先加入Proteinase K，再加样本和Buffer CTL。

2) 样品质量不佳。解决办法：样品应避免反复冻融。

3) 磁珠结合不充分。解决办法：使用前必须涡旋振荡Magbeads ZN至少30秒，确保磁珠完全重悬。裂解结合步骤必须室温振荡20分钟，确保磁珠悬浮。处理多个样本时，应每隔几个样本重新混匀一次，防止磁珠沉降。

4) 洗脱效率不足。解决办法：使用预热的RNase-Free Water（55–60℃），并确保涡旋重悬后，1600rpm振荡洗脱10分钟。

5) 磁珠在晾干过程中过度干燥。解决办法：乙醇挥发（晾干）时间不宜过长。待管壁液体挥发后，观察到磁珠表面由湿润反光变为哑光、且无干裂状时即可。

6) 漂洗液配制错误。解决办法：Buffer GCW2第一次使用前应按照试剂瓶标签的说明加入无水乙醇并做好标记。

Magbeads ZN严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。

使用前请先检查Buffer CTL和Buffer CTW是否出现结晶或沉淀，如有结晶或沉淀现象，可在50℃水浴几分钟，即可恢复澄清。

支持康为CWE240全自动核酸提取仪。

详见说明书第4页附表，按样本体积（1–5 mL）调整各试剂用量。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1) 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A2部分的解决办法。

2) 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3) 存在盐离子残留。解决办法：严格按说明书操作顺序进行漂洗，漂洗完成后确保乙醇完全挥发。 

4) DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260 nm处测定DNA浓度，精确控制使用量。

CW2105S的Buffer EB中不含有EDTA，对下游实验无影响。

可以的，但需注意仪器适配性。

若所提质粒拷贝数较低或大于10 kb的大质粒，可加大菌体使用量，同时按照比例增加Buffer P1、Buffer P2、Buffer E3的用量保证菌体可以被完全裂解，洗脱缓冲液Endo-Free Buffer EB应在65℃-70 ℃水浴锅预热，同时在吸附和洗脱时可以适当地延长时间，以增加提取效率。

（1）质粒拷贝数：载体因拷贝数差异会造成质粒产量明显的波动。高拷贝数的载体常有2-3倍的产量波动，（每毫升培养过夜的菌液，高拷贝数的质粒载体产量为3-16 μg）。长片段质粒和表达型载体常以中低拷贝数为主，每毫升菌液的产量约为0.5~2 μg；

◇低拷贝质粒：pBR322, pACYC 及其衍生载体，pSC101 及其衍生载体，SuperCos, pWE15；

◇高拷贝质粒：pTZ, pUC, pBS, pGM-T；

（2）菌种问题：菌种保存过程中存在质粒丢失现象，培养细菌前最好先划线活化，以稳定产量；

（3） 细菌未充分裂解：细菌须在Buffer P1/RNase A 中充分重悬，成团的细菌因无法裂解会降低产量；

（4） 试剂准备有误：Buffer P2和Buffer E3有沉淀析出，需37℃水浴几分钟至清亮方可使用（请勿剧烈晃动Buffer P2）；Buffer PW加入乙醇体积不准确（使用前应按照试剂瓶标签的说明在Buffer PW中加入无水乙醇）；

（5）将Endo-Free Buffer EB预热至65℃-70 ℃，并重复二次洗脱；

（6）培养时间过长或在 2-8℃保存时间过长会明显降低产量，建议使用新鲜的菌液。

37℃水浴混匀至澄清后使用，请勿剧烈晃动Buffer P2。

加入Buffer P2后应温和混匀，不要剧烈震荡，以免打断基因组DNA。此

步骤所用时间应不超过5分钟，避免质粒受到破坏。

导致RNA污染，需补加RNase A至Buffer P1（终浓度200 μg/mL），混匀后2-8℃保存。

乙醇残留。Buffer PW 洗涤后应尽量离心去除残留的液体，待硅胶膜完全干燥后再加入洗脱缓冲液。

不可以，因为酵母是真菌，细胞壁比大肠杆菌（细菌）的更厚，因此使用CW2105S更难裂解，建议使用Yeast Plasmid Mini Kit（CW0509S ）提取。

可以。最好按照标准存放。

（1）储存温度不当或超出有效期：已加入RNase A的Buffer P1长时间室温放置可能会出现酶活下降，使用后应及时放回2 ~ 8℃。

（2）菌液体积过高：由于菌体数量过多，导致Buffer P1中RNase A不足以消化菌体中的RNA，建议减少菌液体积进行实验。

可以，该试剂盒提取的质粒纯度满足测序、PCR、酶切和转染等需求。

可以使用无菌无内毒素的核酸酶游离水（pH 7.0-8.5）从离心柱中洗脱DNA，以获得最佳洗脱效率。如需长期保存DNA，推荐使用试剂盒配套的DNA洗脱缓冲液。

在质粒条带上方出现的拖尾现象可能表明质粒提取物中存在基因组DNA污染。虽然这种情况并不常见，但基因组DNA可能在裂解过程中被剪切并与质粒共同纯化。加入Buffer P2后剧烈摇晃或涡旋可能会产生断裂的基因组DNA，应避免这种情况。如果裂解液非常粘稠且混合不均匀，建议减少实验使用的细胞起始量。

A260/280比值通过比较核酸最大吸收峰260nm与蛋白质最大吸收峰280nm的吸光度值，可评估所洗脱DNA的相对纯度。若中和反应不充分或洗涤步骤不完全，可能导致过量蛋白质残留在基质中并与DNA共同洗脱。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。

虽然Endo-Remover FM和Buffer ER能去除样品中绝大部分内毒素，但无法保证回收的DNA完全不含内毒素。需要说明的是，我们已成功使用该试剂盒回收的质粒DNA转染多种耐受性强的细胞系。尽管其他供应商可能宣称其小提试剂盒"无内毒素"，但通常仍可检测到微量内毒素存在。

为确保实验材料无内毒素污染，建议遵循以下操作规范：首选经认证的无热原/内毒素一次性塑料耗材（市售多种品牌可选），避免使用玻璃器皿—因其表面易吸附内毒素且常规清洗和高压灭菌均无法有效清除（若必须使用玻璃器皿，需180℃干热过夜处理）。特别注意曾接触细菌的灭菌锅会造成玻璃器皿二次污染。

可进行内毒素去除加强版的操作步骤。若Buffer ER出现沉淀，请于37℃加热至完全溶解并充分混匀后使用。加入ER缓冲液后需上下颠倒以确保充分混匀。

柱平衡是通过Buffer PS预处理吸附柱，目的是激活硅基质膜，提高其对质粒DNA的结合效率，从而提升最终产物的纯度和得率。

非必需，但建议添加以便监控裂解（变蓝色）和中和（无色+白色沉淀）效果。

保存管内负压会自动转移1.5 mL血液到RNA保存管中。

本产品专用于全血样本中RNA的稳定保存。它能有效抑制RNA酶活性，防止血液中的RNA在采集后迅速降解。

采样后在常温（15-30℃）下可稳定保存至少7天，在4℃条件下可保存14天。

非常简单，三步完成：

1) 采血：利用管内负压，自动采集1.5 mL血液至含3 mL保存液的管中（至4.5 mL刻度线）。

2) 混匀：立即轻柔上下颠倒10-30次，使血液与保存液充分混合。

3) 静置：混匀后静置20-30分钟，即可进行RNA提取或常温寄送。

本产品3 mL血液RNA保存液适合保存1.5 mL的血液，采血量过多或过少将会导致不恰当的血液/保护剂的比例，达不到产品的最优性能。

三大核心优势：

1) 常温稳定：彻底摆脱冷链运输和储存的限制，大幅降低成本。

2) 闭管采样：内置负压，采样全程无需开盖，极大保障操作人员生物安全。

3) 即采即存：血液接触保存液后，RNA降解过程即刻终止，保真度高。

可以直接连接注射针到保存管里。

兼容。提取RNA时，无需任何预处理，直接吸取管内的血液与保存液混合液作为起始样本即可开始提取操作。

因为两边都是负压，无法不接触转移，因此只能把管盖打开用移液枪转移，但此举会破坏样本的密闭环境，增加RNA降解和污染的风险，我们强烈建议直接用CW2961采血。

考虑到RNA的不稳定性，建议尽快转移，且建议直接用CW2961采血。

可以。

若TRIzon Reagent中出现沉淀，可将其置于56℃水浴中加热几分钟，沉淀即可溶解，不影响使用

离心后溶液不分层，主要可能由以下原因导致：

1. 混合不充分：加入TRIzon Pal^TM后，需剧烈振荡至少15秒，以确保充分混合，此为分相的关键前提。

2. TRIzon Pal^TM比例错误：请务必确认TRIzon Pal^TM添加量准确无误。标准比例为每使用1 mL TRIzon试剂需加入0.2 mL TRIzon Pal^TM。

3. 样品过载或过于粘稠：当处理蛋白、多糖或脂肪含量高的特殊样本时，裂解液会异常粘稠，阻碍分相。可在加入为TRIzon Pal^TM前，先将匀浆液于 4℃、12,000 rpm 离心10分钟，弃除沉淀，取上清进行后续操作。

若已发生不分层情况，可尝试以下补救措施：

1. 再次混合与离心：在确认TRIzon Pal^TM已按比例添加的前提下，将反应液再次剧烈振荡，并于 4℃、12,000 rpm 条件下重新离心。

2. 追加TRIzon Pal^TM：若高度怀疑TRIzon Pal^TM添加量不足，可谨慎地补加少量TRIzon Pal^TM，随后充分振荡并离心。

 可能的原因包括：

1. 样品降解：提取的样品应避免反复冻融。

2. 样本量过大：样品体积不应超过TRIzon体积的10% 。

3. 裂解不充分：加入TRIzon后需反复吹打使样本充分裂解 。

4. 洗脱体积过小：RNase-Free Wate体积不应小于30 μL，体积过小影响回收率。

5. Buffer RW2未按试剂瓶标签加入相应体积的无水乙醇：Buffer RW2第一次使用前应按照试剂瓶标签说明在Buffer RW2中加入无水乙醇。

1. 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2. 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3. 配制溶液应使用无RNase的水。

4. 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

1. 建议减少样本起始投入量。

2. 对于复杂样本如肌肉、脂肪组织等，可在匀浆后先进行离心（4℃, 12,000 rpm, 10分钟）以除去不溶物质，包括高分子量DNA。

3. 吸取水相时需小心，可适当保留，切勿吸到中间层和下层，避免基因组污染。

4. 加入TRIzon Pal^TM后，需在4℃下离心。

A260/A280比值低可能的原因及解决方案如下：

1. 水相吸取时被酚或蛋白污染。解决方案：吸取水相时需小心，可适当保留，切勿吸到中间层和下层，避免基因组污染。

2. 样品裂解或匀浆不充分。解决方案：可以适当增加TRIzom Reagent或者降低组织投入量进行提取。

取52 μL的RNase-Free Water，向其中加入8 μL的 10×Reaction Buffer和20 μL的 DNase I（1 U/μL），混匀， 配制成终体积为80 μL的反应液。

可以。TRIzon Reagent和TRIzon Pal™的货号分别为CW0580S和CW3166M。

说明书建议洗脱体积为30-50 μL，若样本RNA含量低，可适当降低洗脱体积但不少于30 μL。

可以，但要保证cDNA确实有这样的长度，即RNA质量必须要好，逆转录时只用引物Oligo dT。

引物设计不合适：选择的扩增序列与非目的扩增序列有同源性，因而在进行PCR扩增时，扩增出的PCR产物为非目的性的序列，靶序列太短或引物太短，容易出现假阳性，需重新设计引物；靶序列或扩增产物的交叉污染。

优化反应体系与条件：升高退火温度可以有效提高特异性。另外减少循环数，也可以提高特异性，但都会导致扩增效率的下降，需要根据具体的实验要求优化合适的条件。还可以尝试某些特殊的程序，如巢式PCR、Touch Down PCR等；PCR产物需要进行后续实验时，如果确定有目的条带扩增，可以凝胶回收目的条带。

不同厂家磁珠差异较大，本试剂盒推荐使用自带磁珠进行双选。

不建议更改扩增时间，延长或缩短时间会影响扩增均一性。

可以进行二代或三代测序。

1）核对引物设计，确认引物的纯度和浓度；

2）重复实验，确认反应体系配制、反应程序设置无误；

3）增加循环数，或延长延伸时间；设置退火温度梯度，找到合适的退火温度。

推荐使用50μl反应体系并使用直径大小为0.5-3mm的幼嫩叶片。较小反应体系和过多的叶片使用量容易导致扩增失败。

优化引物设计，降低引物浓度；尝试提高退火温度或设置退火温度梯度，减少退火时间；减少总循环数；尝试不同的模板用量。

1）反应循环数不够：一般设置循环数为40；确认程序中是否设置了信号采集步骤；

2）引物不合适：重新设计引物；

3）确认引物是否降解：重新制备模板，重复实验。

1）扩增效率极低，优化反应条件；

2）重新设计合成引物；模板浓度太低；

3）模板降解，重新制备模板，重复实验；

4）体系中存在PCR抑制剂，一般为模板带入，加大模板稀释倍数或者重新制备模板重复实验。

1）加样体积失准，使用准确度较好的移液枪，扩大反应体系，将模板做高倍稀释，以大体积加入反应体系中；

2）定量PCR仪不同位置温度控制不一致；

3）模板浓度太低；做4-6个复孔，删除其中重复性不好的孔，将剩余的进行后续计算。

没有具体的稀释参考倍数，一般cDNA每稀释10倍CT值变大3.3，可以根据这个规律进行合适的稀释。可以使用cDNA原液、10倍稀释液、100倍稀释液作为模板进行定量实验，根据规律选择CT值落在18-28，或者15-33范围内的稀释倍数。也可以参考换试剂之前的稀释倍数。

1）扩增曲线不光滑：信号太弱，经系统矫正后产生。建议提高模板浓度重复实验。

2）扩增曲线断裂或下滑：一般由于模板浓度较高，基线的终点值大于CT值。建议减小基线终点（CT值-4），重新分析数据。

3）个别扩增曲线突然骤降：反应管内留有气泡，由于温度升高后气泡破裂，使仪器检测到的荧光值突然降低所致。建议反应前要仔细检查反应管内是否有气泡残留。

1）加样误差。加大模板稀释倍数，提高加样体积，使用不同稀释梯度的浓度更准确；

2）标准品降解，重新制备标准品，重复实验；

3）模板浓度过高，存在抑制反应，增加模板稀释倍数；

4）引物扩增特异性不好，重新设计引物重复实验。

RNA完整度。通过琼脂糖凝胶电泳验证RNA完整度。以真核生物为例，完整的总RNA有清晰的三条带，分子量从大到小分别为28S、18S、5S，并且28S是18S亮度的两倍；若能看见三条带，但带型模糊或弥散，则说明RNA有部分降解，此时请立即进行逆转录反应，并适量加大模板量；若只能看见分子量很小的一条带或没有条带，则RNA 已完全降解，需要重新提取

不可以，逆转录产物cDNA是混合物，除了cDNA产物以外，还有bμffer、逆转录酶、引物，同时还包含未转录的模板RNA，总RNA中的tRNA、rRNA等，都会干扰浓度测定结果，因此不能反应真实的cDNA产量；cDNA同样不可以纯化，因为逆转得到的cDNA长短不一，纯化会损失短的cDNA。

本产品含有去除基因组DNA的gDNA Remover，只需2分钟即可除去基因组 DNA。

可以，参考说明书等比例扩大反应体系，注意在使用PCR仪时修改程序上的反应体积。

在反转录反应前一定要电泳验证RNA的完整性，确认RNA没有降解。RNA不要保存时间过长，尽快进行反转录及PCR操作。

从cDNA进行基因克隆时，突变有可能发生在反转录过程，也可能发生在PCR过程中。一般用保真性高的Taq酶进行扩增，循环数不要太高；可通过增加模板量、减少循环数降低突变机率。

1）检查模板，若模板是质粒，建议送质粒去测序；

2）若模板是cDNA，建议重复实验，如果仍有突变，可能是cDNA有问题，建议重新制备cDNA，制备cDNA前检测RNA的完整度及纯度。

3）切胶回收过程中避免长时间在紫外光下照射。

CW2969含有染料，CW2965不含染料。

1）引物设计不够优化，必要时重新设计引物。

2）模板降解或过量，模板不纯，被污染，需重新制备模板。

3）反应程序不够优化。如果出现比目的条带小的杂带，可通过提高退火温度，降低循环数调整；如果出现比目的条带大的杂带，可缩短延伸时间、降低循环数。酶量加入过多。

1）引物：检查人工合成的引物是否因存储条件不当而降解；引物设计是否合理。2）模板：应使用新鲜制备的DNA双链作为模板；模板为粗品，存在抑制物，建议降低模板浓度；若模板为cDNA，要确认逆转录所用RNA的纯度及完整度。

3）检查反应体系是否配制正确，建议重复实验。

4）检查变性温度是否准确，PCR仪指示温度与实际温度是否相符；退火温度不合适时，可对退火温度设置梯度，摸索合适的退火温度。

1）优化反应体系与条件：升高退火温度可以有效提高特异性。另外减少循环数也可以提高特异性，但可能会有几率导致扩增效率的下降，需要根据具体的实验要求优化合适的条件。

2）检查引物是否降解。

1）引物设计不合理：扩增序列与非目的扩增序列有同源性，PCR也可以扩增出非靶序列的序列。

2）若扩增产物条带大小与目的条带一致，说明有污染，建议更换新的Mix、水或引物重复实验。

3）反应体系在超净工作台内配制，减少气溶胶污染。

该试剂盒提供了一种从微量样本中提取DNA的方法，适用于微量血液、唾液、尿液、血片、血斑、拭子、组织、毛发、指甲、烟头、骨骼、牙齿样本。

DNA产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1. 裂解缓冲液出现沉淀。解决办法：用前请先检查裂解缓冲液是否出现沉淀，如有沉淀，可在56℃水浴几分钟重新溶解。

2. 缓冲液蒸发。解决办法：确保缓冲液密封保存，避免蒸发。

3. 漂洗过程中出现DNA损失。解决办法：漂洗缓冲液1和漂洗缓冲液2使用前应按试剂瓶标签加入无水乙醇。

4. 磁珠悬浮液及异丙醇-磁珠混合物混匀不充分。解决办法：

（1） 磁珠悬浮液使用前需充分涡旋混匀至少20秒；

（2）异丙醇-磁珠混合液配制后必须再次涡旋振荡20秒以确保溶液均一；

（3）每处理6-10个样本后需补充涡旋10秒以维持溶液稳定性。

5. 样本裂解不完全。解决办法：加入裂解缓冲液后涡旋10秒使其充分混匀。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1. 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A2部分的解决方案。

2. 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3. 存在盐离子残留。解决办法：严格按操作顺序使用漂洗缓冲液，特别注意确保漂洗缓冲液2完全去除。

4. DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260 nm处测定DNA浓度，精确控制使用量

DNA纯度偏低（A260/A280比值较低）的常见原因及解决方案：

1. 乙醇残留导致比值偏低。解决办法：洗脱前确保乙醇完全挥发。 

2. 蛋白质残留。解决办法：可重复漂洗缓冲液1的漂洗步骤。

3. 未校正背景值造成偏差。解决办法：必须测定320 nm吸光度，并从260 nm和280 nm读数中扣除该背景值。

4. 水洗脱导致pH不稳定。解决办法：避免使用纯水洗脱，建议采用洗脱缓冲液维持稳定pH值。

磁珠悬浮液严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用洗脱缓冲液洗脱，并于-20℃保存。

该试剂盒提供了一种从微量样本中提取DNA的方法，适用于微量血液、唾液、尿液、血片、血斑、拭子、组织、毛发、指甲、烟头、骨骼、牙齿样本。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1. 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A2部分的解决方案。

2. 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3. 存在盐离子残留。解决办法：严格按操作顺序使用漂洗缓冲液，特别注意确保漂洗缓冲液2完全去除。

4. DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260 nm处测定DNA浓度，精确控制使用量

DNA纯度偏低（A260/A280比值较低）的常见原因及解决方案：

1. 乙醇残留导致比值偏低。解决办法：洗脱前确保乙醇完全挥发。 

2. 蛋白质残留。解决办法：可重复漂洗缓冲液1的漂洗步骤。

3. 未校正背景值造成偏差。解决办法：必须测定320 nm吸光度，并从260 nm和280 nm读数中扣除该背景值。

4. 水洗脱导致pH不稳定。解决办法：避免使用纯水洗脱，建议采用洗脱缓冲液维持稳定pH值。

磁珠悬浮液严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用洗脱缓冲液洗脱，并于-20℃保存。

DNA产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1. 裂解缓冲液出现沉淀。解决办法：用前请先检查裂解缓冲液是否出现沉淀，如有沉淀，可在56℃水浴几分钟重新溶解。

2. 缓冲液蒸发。解决办法：确保缓冲液密封保存，避免蒸发。

3. 漂洗过程中出现DNA损失。解决办法：漂洗缓冲液1和漂洗缓冲液2使用前应按试剂瓶标签加入无水乙醇。

4. 磁珠悬浮液及异丙醇-磁珠混合物混匀不充分。解决办法：（1） 磁珠悬浮液使用前需充分涡旋混匀至少20秒；（2）异丙醇-磁珠混合液配制后必须再次涡旋振荡20秒以确保溶液均一；（3）每处理6-10个样本后需补充涡旋10秒以维持溶液稳定性。5. 样本裂解不完全。解决办法：加入裂解缓冲液后涡旋10秒使其充分混匀。

采样后在常温（15-30℃）下可稳定保存1周。如需更长期保存，请置于-80℃。

使用前可在2-35℃条件下保存3年，并可短期（不超过7天）在2-40℃环境下运输。

采样后需迅速将拭子插入保存管，沿折痕折断拭杆，旋紧管盖。

主要成分为三羟甲基氨基甲烷、反式1,2-环己二胺四乙酸和无水乙酸钠。

适用于咽拭子、鼻拭子等多种上呼吸道样本的采集、保存和运输。

· 本产品为一次性使用，严禁重复使用。

· 使用前应检查包装是否完好，如有破损请勿使用。

· 使用后应按医疗废弃物处理规定进行处置。

采样后在常温（15-30℃）下可稳定保存1周。如需更长期保存，请置于-80℃。

使用前可在2-35℃条件下保存2年，并可短期（不超过7天）在2-40℃环境下运输。

采样后需迅速将拭子插入保存管，沿折痕折断拭杆，旋紧管盖。

可以。本产品经过优化，对下游PCR等扩增技术无抑制，裂解后的样本液可直接作为模板进行扩增，无需核酸提取步骤。

适用于咽拭子、鼻拭子等多种上呼吸道样本的采集、保存和运输。

· 本产品为一次性使用，严禁重复使用。

· 使用前应检查包装是否完好，如有破损请勿使用。

· 使用后应按医疗废弃物处理规定进行处置。

1) I型：主要用于保存小体积新鲜组织样本，稳定核酸，适用于后续核酸提取与纯化。

2) II型：专用于幽门螺杆菌胃活检组织标本的转运保存，可提高幽门螺杆菌存活率并抑制杂菌生长。

组若为植物样本（如叶片），需先破坏其蜡质表皮。

1）I型：

o 37℃可保存2天

o 18-25℃可保存1周

o 2-8℃可保存1个月

o -20℃/-80℃可长期保存

2）II型：

o 2-8℃可保存5天

o 37℃可保存2天

不影响。I型保存液如有沉淀，可37℃加热至沉淀溶解后使用，不影响性能。

不可以。本产品为一次性使用，使用前需检查包装是否完好，如有破损严禁使用。

本产品专用于粪便样本的收集、运输和储存，能有效稳定样本中的DNA或RNA。

1) Ⅰ型（DNA保存）：常温下可稳定保存至少2年。

2) Ⅱ型（RNA保存）：常温下可稳定至少7天；-20℃或-80℃下可长期保存（需避免反复冻融）。

不影响。低温保存后可能出现絮状沉淀，这是盐分析出的正常现象，不会影响保存效果或后续实验。

不可以。本产品为一次性使用，使用后应按生物危险废弃物规范处理。

本产品专用于唾液样本的收集、运输和储存，能从唾液样本中稳定保存DNA。

采集前30分钟内请勿进食、饮水、吸烟或嚼口香糖，以确保样本纯净。可轻轻按摩脸颊15-30秒以刺激唾液分泌。

1) 型号一：在40℃以下可稳定保存长达2年。

2) 型号二：在室温（15-30℃）下可稳定保存12个月。两者均支持常温运输，无需冰袋。

采集后需立即温和地上下颠倒保存管10-15次，使唾液与保存液充分混匀。这是保证DNA稳定不降解的关键步骤。

如保存液接触皮肤，请立即用大量清水冲洗至少15分钟。

不可以。本产品为一次性使用，使用后请按医疗垃圾规范处理，严禁重复使用。

不适用于黄疸、高血脂人群。

1) 穿戴手套、口罩等个人防护设备；

2) 检查玻璃管是否破损；

3) 禁止使用过期、有杂质、颜色异常的产品；

4) 采血后所有“锐器”应丢弃至医疗废物容器中。

1) 采血后应立即摇匀并垂直放置；

2) 建议在1500 g 离心 10分钟；

3) 避免将血浆直接在原管中冷冻，以防污染；

4) 样本应尽快送检，避免分析物浓度变化。

1) 储存温度：4~37℃，避免阳光直射；

2) 采血后置于室温保存，不可冷冻玻璃管（可能导致破裂）。

1) 建议选用带防逆流装置的采血针；

2) 将患者的手臂取向下姿势；

3) 采血时让管盖部分朝上；

4) 血液开始进入游离DNA保存管时立即松压脉带。

不建议。如需要使用时应将注射器针头卸去并开塞操作，以免造成胶塞弹出、血液飞溅或溶血；

不建议将血浆直接在离心后的原始血浆管中冷冻，这样冷冻后再解冻时间可能使血浆被红细胞所污染。

产品使用应仔细识别产品适用的海拔区域，混用不同海拔高度的游离DNA保存管会导致血液抽吸量不足或过量。

如果血样是通过静脉注射采集的，那么在采血之前应确认该管道内的溶液已被彻底清除，以免因管内溶液的污染而导致错误的实验结果。

CWY037M是玻璃材质，CWY030M是PET材质。

不适用于黄疸、高血脂人群。

1) 穿戴手套、口罩等个人防护设备；

2) 检查玻璃管是否破损；

3) 禁止使用过期、有杂质、颜色异常的产品；

4) 采血后所有“锐器”应丢弃至医疗废物容器中。

1) 采血后应立即摇匀并垂直放置；

2) 建议在1500 g 离心 10分钟；

3) 避免将血浆直接在原管中冷冻，以防污染；

4) 样本应尽快送检，避免分析物浓度变化。

1) 储存温度：4~37℃，避免阳光直射；

2) 采血后置于室温保存，不可冷冻玻璃管（可能导致破裂）。

1) 建议选用带防逆流装置的采血针；

2) 将患者的手臂取向下姿势；

3) 采血时让管盖部分朝上；

4) 血液开始进入游离DNA保存管时立即松压脉带。

不建议。如需要使用时应将注射器针头卸去并开塞操作，以免造成胶塞弹出、血液飞溅或溶血；

不建议将血浆直接在离心后的原始血浆管中冷冻，这样冷冻后再解冻时间可能使血浆被红细胞所污染。

产品使用应仔细识别产品适用的海拔区域，混用不同海拔高度的游离DNA保存管会导致血液抽吸量不足或过量。

如果血样是通过静脉注射采集的，那么在采血之前应确认该管道内的溶液已被彻底清除，以免因管内溶液的污染而导致错误的实验结果。

CWY036M是玻璃材质，CWY025M是PET材质。

1) 穿戴手套、口罩等个人防护设备；

2) 检查玻璃管是否破损；

3) 禁止使用过期、有杂质、颜色异常的产品；

4) 采血后所有“锐器”应丢弃至医疗废物容器中。

1) 采血后应立即摇匀并垂直放置；

2) 建议在1500 g 离心 10分钟；

3) 避免将血浆直接在原管中冷冻，以防污染；

4) 样本应尽快送检，避免分析物浓度变化。

1) 储存温度：4~37℃，避免阳光直射；

2) 采血后置于室温保存，不可冷冻玻璃管（可能导致破裂）。

1) 建议选用带防逆流装置的采血针；

2) 将患者的手臂取向下姿势；

3) 采血时让管盖部分朝上；

4) 血液开始进入游离DNA保存管时立即松压脉带。

不建议。如需要使用时应将注射器针头卸去并开塞操作，以免造成胶塞弹出、血液飞溅或溶血；

不建议将血浆直接在离心后的原始血浆管中冷冻，这样冷冻后再解冻时间可能使血浆被红细胞所污染。

产品使用应仔细识别产品适用的海拔区域，混用不同海拔高度的游离DNA保存管会导致血液抽吸量不足或过量。

如果血样是通过静脉注射采集的，那么在采血之前应确认该管道内的溶液已被彻底清除，以免因管内溶液的污染而导致错误的实验结果。

CWY030M是PET材质，CWY037M是玻璃材质。

建议于 -20℃ 长期保存，避免反复冻融。短期（1个月内）使用可置于 4℃ 保存。

不可以，本品为 变性还原 处理后的预染Marker，仅适用于 SDS-PAGE变性电泳。

降解通常由反复冻融或蛋白酶污染引起。建议将产品分装保存以避免反复冻融，并确保在无蛋白酶污染的环境中使用洁净的实验器具和新鲜配制的试剂。

本产品兼容多种常规电泳体系（Tris-Gly，Bis-Tris，Tris-HEPES等）。

Western Blot中Marker条带显影主要源于两种原因：一是抗体与Marker蛋白发生非特异性结合；二是目的蛋白表达量过低marker曝光过度；三是Marker条带中部分蛋白含His-tag。建议适当降低Marker上样量或提高样品上样量、在曝光时物理遮挡Marker条带、使用3%脱脂牛奶（TBST配制）进行封闭与抗体稀释，以降低非特异背景。

该产品蛋白均来自于重组原核蛋白，不含有任何动物源性蛋白。

预染蛋白与膜结合后，洗涤过程中的去污剂可能导致少量蛋白流失。使用NC膜时该现象更明显，因其对小蛋白的结合能力弱于PVDF膜。建议检测小于20 kDa蛋白时优先选用PVDF膜以增强结合强度；使用0.2 μm孔径的膜以提高蛋白保留率；转膜后可立即用笔标记条带位置，以便在后续实验中识别；同时可适当缩短洗涤时间或降低去污剂浓度以减少蛋白流失。

低分子量条带穿膜或转移过度时，可缩短转膜时间、降低电压 / 电流；转膜液中甲醇浓度建议控制在 10%-20%，并优先选用 0.2μm 孔径的膜以增强截留，促进蛋白与膜的结合。

可能是分离胶浓度低造成的，推荐使用较高浓度的分离胶，有助于小分子条带更加分散，便于观察。

建议于-20℃长期保存，避免反复冻融。短期（1个月内）使用可置于4℃保存。运输时需冰袋保温。

可能原因包括：

1) 使用前未充分回温混匀；

2) 电泳时间过长；

3) 凝胶浓度不匹配。请确保按说明书操作，并优化电泳条件；

4）SDS-PAGE胶凝胶时间是否充分；

5）电泳缓冲液建议现用现配，避免染菌。

1) 不同缓冲体系（如 Tris-Glycine、Bis-Tris，Tris-HEPES）和凝胶浓度会改变蛋白迁移率；

2) 预染蛋白需通过化学修饰偶联染料，修饰会改变其电荷、结构或疏水性，进而影响迁移行为；

3) 电泳电压 / 电流波动、凝胶聚合不均等操作因素也可能加剧差异。此为预染蛋白的正常特性，本品提供不同体系的指示分子量表供参考。

两种膜的主要区别在于蛋白结合机制和物理特性：

1. NC膜（硝酸纤维素膜）应用场景：

（1）快速检测或初筛实验：无需甲醇活化，直接浸入转膜缓冲液即可使用。

（2）适用分子量范围：20-200 kDa（小分子易穿透）。

（3）预算有限：NC 膜成本约为 PVDF 膜的 1/3。

2. PVDF膜（聚偏二氟乙烯膜）应用场景：

（1）优先低丰度蛋白：高蛋白载量可捕获更多目标分子。

（2）适用分子量范围：5-500 kDa（强疏水作用减少转移损失）。

（3）适用需重复使用或反复剥离抗体，机械强度高可耐受多次洗涤。

调整转膜参数：

1.对大分子量蛋白，可适当提高电压/电流或延长转印时间；

2. 优化转膜缓冲液：SDS通过增强蛋白质的负电性和流动性促进其从凝胶中洗脱，但同时会竞争性抑制蛋白质与膜的结合（该效应在硝酸纤维素膜上比PVDF膜更显著）。针对难转移的大分子量蛋白质（>100 kDa）大分子量蛋白易滞留凝胶中，可在转膜缓冲液中添加0.01-0.02% SDS促进洗脱。建议转膜前将凝胶置于含0.02-0.04% SDS的无甲醇缓冲液中预平衡10分钟，再使用含10%甲醇+0.01% SDS的缓冲液转印。

3. 调整甲醇浓度：甲醇可增强蛋白与膜结合，但会收缩凝胶孔径、降低转印效率，尤其影响大分子蛋白；建议将甲醇浓度控制在10%-20%，并使用高质量的分析级甲醇避免杂质干扰。

选择合适膜材：PVDF膜对蛋白结合能力优于NC膜，尤其适用于大分子量或低丰度蛋白；若使用NC膜，可尝试添加SDS改善转印效果。

建议于 -20℃ 长期保存，避免反复冻融。短期（1个月内）使用可置于 4℃ 保存。

不可以，本品为 变性还原 处理后的预染Marker，仅适用于 SDS-PAGE变性电泳。

降解通常由反复冻融或蛋白酶污染引起。建议将产品分装保存以避免反复冻融，并确保在无蛋白酶污染的环境中使用洁净的实验器具和新鲜配制的试剂。

本产品兼容多种常规电泳体系（Tris-Gly，Bis-Tris，Tris-HEPES等）。

Western Blot中Marker条带显影主要源于两种原因：一是抗体与Marker蛋白发生非特异性结合；二是目的蛋白表达量过低marker曝光过度；三是Marker条带中部分蛋白含His-tag。建议适当降低Marker上样量或提高样品上样量、在曝光时物理遮挡Marker条带、使用3%脱脂牛奶（TBST配制）进行封闭与抗体稀释，以降低非特异背景。

该产品蛋白均来自于重组原核蛋白，不含有任何动物源性蛋白。

预染蛋白与膜结合后，洗涤过程中的去污剂可能导致少量蛋白流失。使用NC膜时该现象更明显，因其对小蛋白的结合能力弱于PVDF膜。建议检测小于20 kDa蛋白时优先选用PVDF膜以增强结合强度；使用0.2 μm孔径的膜以提高蛋白保留率；转膜后可立即用笔标记条带位置，以便在后续实验中识别；同时可适当缩短洗涤时间或降低去污剂浓度以减少蛋白流失。

低分子量条带穿膜或转移过度时，可缩短转膜时间、降低电压 / 电流；转膜液中甲醇浓度建议控制在 10%-20%，并优先选用 0.2μm 孔径的膜以增强截留，促进蛋白与膜的结合。

可能是分离胶浓度低造成的，推荐使用较高浓度的分离胶，有助于小分子条带更加分散，便于观察。

建议于-20℃长期保存，避免反复冻融。短期（1个月内）使用可置于4℃保存。运输时需冰袋保温。

可能原因包括：

1) 使用前未充分回温混匀；

2) 电泳时间过长；

3) 凝胶浓度不匹配。请确保按说明书操作，并优化电泳条件；

4）SDS-PAGE胶凝胶时间是否充分；

5）电泳缓冲液建议现用现配，避免染菌

1) 不同缓冲体系（如 Tris-Glycine、Bis-Tris，Tris-HEPES）和凝胶浓度会改变蛋白迁移率；

2) 预染蛋白需通过化学修饰偶联染料，修饰会改变其电荷、结构或疏水性，进而影响迁移行为；

3) 电泳电压 / 电流波动、凝胶聚合不均等操作因素也可能加剧差异。此为预染蛋白的正常特性，本品提供不同体系的指示分子量表供参考。

两种膜的主要区别在于蛋白结合机制和物理特性：

1. NC膜（硝酸纤维素膜）应用场景：

（1）快速检测或初筛实验：无需甲醇活化，直接浸入转膜缓冲液即可使用。

（2）适用分子量范围：20-200 kDa（小分子易穿透）。

（3）预算有限：NC 膜成本约为 PVDF 膜的 1/3。

2. PVDF膜（聚偏二氟乙烯膜）应用场景：

（1）优先低丰度蛋白：高蛋白载量可捕获更多目标分子。

（2）适用分子量范围：5-500 kDa（强疏水作用减少转移损失）。

（3）适用需重复使用或反复剥离抗体，机械强度高可耐受多次洗涤。

调整转膜参数：对大分子量蛋白，可适当提高电压/电流或延长转印时间；

2. 优化转膜缓冲液：SDS通过增强蛋白质的负电性和流动性促进其从凝胶中洗脱，但同时会竞争性抑制蛋白质与膜的结合（该效应在硝酸纤维素膜上比PVDF膜更显著）。针对难转移的大分子量蛋白质（>100 kDa）大分子量蛋白易滞留凝胶中，可在转膜缓冲液中添加0.01-0.02% SDS促进洗脱。建议转膜前将凝胶置于含0.02-0.04% SDS的无甲醇缓冲液中预平衡10分钟，再使用含10%甲醇+0.01% SDS的缓冲液转印。

3. 调整甲醇浓度：甲醇可增强蛋白与膜结合，但会收缩凝胶孔径、降低转印效率，尤其影响大分子蛋白；建议将甲醇浓度控制在10%-20%，并使用高质量的分析级甲醇避免杂质干扰。

选择合适膜材：PVDF膜对蛋白结合能力优于NC膜，尤其适用于大分子量或低丰度蛋白。若使用NC膜，可尝试添加SDS改善转印效果。

不适用于黄疸、高血脂人群。

1) 穿戴手套、口罩等个人防护设备；

2) 检查玻璃管是否破损；

3) 禁止使用过期、有杂质、颜色异常的产品；

4) 采血后所有“锐器”应丢弃至医疗废物容器中。

1) 采血后应立即摇匀并垂直放置；

2) 建议在1500 g 离心 10分钟；

3) 避免将血浆直接在原管中冷冻，以防污染；

4) 样本应尽快送检，避免分析物浓度变化。

1) 储存温度：4~37℃，避免阳光直射；

2) 采血后置于室温保存，不可冷冻玻璃管（可能导致破裂）。

1) 建议选用带防逆流装置的采血针；

2) 将患者的手臂取向下姿势；

3) 采血时让管盖部分朝上；

4) 血液开始进入游离DNA保存管时立即松压脉带。

不建议。如需要使用时应将注射器针头卸去并开塞操作，以免造成胶塞弹出、血液飞溅或溶血；

不建议将血浆直接在离心后的原始血浆管中冷冻，这样冷冻后再解冻时间可能使血浆被红细胞所污染。

产品使用应仔细识别产品适用的海拔区域，混用不同海拔高度的游离DNA保存管会导致血液抽吸量不足或过量。

如果血样是通过静脉注射采集的，那么在采血之前应确认该管道内的溶液已被彻底清除，以免因管内溶液的污染而导致错误的实验结果。

CWY025M是PET材质，CWY036M是玻璃材质。

与传统方法相比，本产品具有三大核心优势：

1) 操作极简：无需预先配制分离液，采血→颠倒混匀→离心三步完成，全程仅需约10分钟。

2) 闭管系统：全流程在密闭管内进行，极大降低了生物污染风险和操作人员暴露风险。

3) 标准化：内置精确的负压和试剂比例，减少了人为操作误差，结果稳定，重复性好。

BMCPT管内负压，适合采集5.4-6.0 mL的血液，采血量过多或过少将会直接显著影响PBMCs的分离，回收率显著下降，达不到产品的最优性能。

若分离胶上方没有肉眼可见的PBMCs层，，需要重新进行1600 g，时间20 min，离心温度18-25℃条件离心，进行吹打5次并吸取上层液体。

1) 建议选用带防逆流装置的采血针；

2) 将患者的手臂取向下姿势；

3) 采血时让管盖部分朝上；

4) 血液开始进入BMCPT管时立即松压脉带。

必须在18-25℃下离心。因为血液和分离液的密度会随温度变化，温度过高或过低都会影响密度梯度的形成，从而严重影响分离效果。

管内预置了无害绿色的密度梯度液、分离胶和抗凝剂，所有成分均对细胞无毒性，且能有效防止血液凝固。

尿液采集是一种完全无创、无痛的方法，避免了穿刺带来的不适和感染风险，患者依从性更高，特别适用于重复采样和大规模人群筛查。

本品可有效保存尿液中的两大类DNA：1）脱落细胞基因组DNA；2）游离循环DNA。

采集后的尿液DNA样本可在6-35℃的常温环境下稳定保存长达7天。

保存管内含EDTA抗凝剂和特殊的核酸酶保护剂，能有效抑制尿液中的核酸酶降解作用，并稳定细胞，防止DNA释放和降解。

 推荐采集量为 30-80 mL，以约60 mL 为宜。

采集后需立即温和地上下颠倒样本保存管10次，以确保保护剂与尿液充分混匀。这是保证最佳保存效果的关键步骤。

针对低拷贝或大质粒(>10 kb)的提取，建议采取以下优化措施：可适当增加菌体培养体积，但需确保单管处理量不超过5×10⁷个酵母细胞，同时按照比例增加Buffer P1、Buffer P2、Buffer N3的用量保证菌体可以被完全裂解，若超量需分多管处理，洗脱缓冲液Buffer EB应在65℃-70 ℃水浴锅预热，同时在吸附和洗脱时可以适当地延长时间，以增加提取效率。对于>10 kb的大质粒，裂解混匀操作需格外轻柔以防DNA剪切。

（1）酵母细胞裂解不充分：严格按说明书加入40mg玻璃珠，涡旋振荡10分钟，控制菌体量不超过5×10⁷个酵母细胞（一般对于酿酒酵母OD600=1.0时，相当于1-2×10⁷细胞/mL）；

（2） 试剂准备有误：Buffer P2有沉淀析出时，需加热溶解或放置37℃ 恒温箱中至清亮方可使用；Buffer PW加入乙醇体积不准确（使用前应按照试剂瓶标签的说明在Buffer PW中加入无水乙醇）；

（3）将Buffer EB预热至65℃-70 ℃，并重复二次洗脱；

37℃水浴混匀至澄清后使用。

加入Buffer P2后应温和混匀，不要剧烈震荡，以免打断基因组DNA。此

步骤所用时间应不超过10分钟，避免质粒受到破坏。

导致RNA污染，需补加RNase A至Buffer P1（终浓度100 μg/mL），混匀后2-8℃保存。

可以，使用本试剂盒提取的质粒DNA可用于各种分子生物学实验，如连接、转化、测序和文库筛选等。

本试剂盒除适用于酵母细胞外，也可用于大肠杆菌。

乙醇残留。Buffer PW 洗涤后应尽量离心去除残留的液体，待硅胶膜完全干燥后再加入洗脱缓冲液。

可以。最好按照标准存放。

（1）储存温度不当或超出有效期：已加入RNase A的Buffer P1长时间室温放置可能会出现酶活下降，使用后应及时放回2 ~ 8℃。

（2）菌液体积过高：由于菌体数量过多，导致Buffer P1中RNase A不足以消化菌体中的RNA，建议减少菌液体积进行实验。

可以使用水从离心柱中洗脱 DNA。为了达到最佳洗脱效率，请确保水为无核酸酶（nuclease-free）且 pH 值在 7-8.5 之间。如果需长期保存 DNA，建议使用试剂盒提供的 DNA 洗脱缓冲液。

在质粒条带上方出现的拖尾现象可能表明质粒提取物中存在基因组DNA污染。虽然这种情况并不常见，但基因组DNA可能在裂解过程中被剪切并与质粒共同纯化。加入Buffer P2后剧烈摇晃或涡旋可能会产生断裂的基因组DNA，应避免这种情况。如果裂解液非常粘稠且混合不均匀，建议减少小提实验使用的细胞起始量。

A260/280比值通过比较核酸最大吸收峰260nm与蛋白质最大吸收峰280nm的吸光度值，可评估所洗脱DNA的相对纯度。若中和反应不充分或洗涤步骤不完全，可能导致过量蛋白质残留在基质中并与DNA共同洗脱。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。

加入Buffer P2并混匀后溶液应变清亮粘稠，如果溶液未变得清亮，提示可能菌量过大，裂解不彻底，应减少菌体量。

CWY133S适用于从福尔马林固定或石蜡包埋（FFPE）组织样本中提取RNA。

若裂解缓冲液1、裂解缓冲液2和脱蜡剂有结晶或者沉淀，请将其于56℃水浴重新溶解。

取52 μL灭菌水，向其中加入8 μL 10×DNA酶反应液和20 μL DNA酶（1 U/μL），混匀， 配制成终体积为80 μL的工作液。

脱蜡剂在低于18℃时会凝固，属正常现象。使用前可在56℃水浴中加热融化，不影响使用效果。

磁珠悬浮液严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需涡旋振荡20秒以确保均匀性。

支持，该试剂盒可与CWE2100 32通道核酸提取仪进行匹配使用。

1) 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2) 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3) 配制溶液应使用无RNase的水。

4) 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

1) 组织在福尔马林中固定时间过长。解决办法：确保组织固定时间在14-24小时以内。

2) 脱蜡不彻底。解决办法：确保按说明书步骤操作，充分涡旋和离心。

3) 磁珠悬浮液未充分混匀。解决办法：磁珠悬浮液使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。处理多个样本时，应每隔几个样本重新混匀一次，防止磁珠沉降。

4) 磁珠在晾干过程中过度干燥。解决办法：乙醇挥发（晾干）时间不宜过长。待管壁液体挥发后，观察到磁珠表面由湿润反光变为哑光、且无干裂状时即可。

5) 洗脱效率不足。解决办法：适当增加洗脱体积或延长洗脱时间，并确保在56℃条件下进行振荡洗脱。

6) 乙醇未添加：确认已按试剂瓶标签说明向漂洗缓冲液2中加入相应体积的无水乙醇。

DNA 和 RNA 都会提取到。若只需要提取样本里面的 DNA，可以用 RNase 处理。

不可以。

若裂解缓冲液出现沉淀，请将裂解缓冲液于56℃水浴孵育重新溶解。

（1）应尽可能选择新鲜的样本；

（2）样本起始投入量不要超过所用方法的起始量标准；

（3）样品保存时要尽可能的避免反复冻融；

（4）样本应裂解不充分：样品与蛋白酶K及裂解缓冲液应充分混匀，可适当延长恒温混匀仪振荡时间。 

（5）洗脱不充分：使用柱式试剂盒对核酸产物洗脱的时候，预热洗脱液并滴加在膜中央位置，尽可能的覆盖整个吸附膜，二次洗脱也可增加产量。

（1）确保裂解充分：使用前请检查裂解缓冲液是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，请将裂解缓冲液于56℃水浴孵育重新溶解。

（2）严格按照说明书规定的洗涤步骤进行操作。

（3）避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

本试剂盒主要为手动柱式法设计。若需自动化提取，推荐使用康为世纪配套的全自动核酸提取仪（如CWE3200/CWE2100） 及相应核酸提取或纯化试剂盒（CWY131M）。

该试剂盒支持康为CWE3200和CWE2100全自动核酸提取仪，具体操作程序请参阅说明书相关章节。

DNA 和 RNA 都会提取到。若只需要提取样本里面的 DNA，可以用 RNase 处理。

不可以。

若裂解缓冲液出现沉淀，请将裂解缓冲液于56℃水浴至重新溶解。

核酸产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1. 缓冲液出现结晶或沉淀。解决办法：用前请先检查裂解缓冲液是否出现结晶或沉淀，如有结晶或沉淀，可在56℃水浴至溶液恢复澄清。

2. 缓冲液蒸发。解决办法：确保缓冲液密封保存，避免蒸发。

3. 磁珠未充分混匀。解决办法：使用磁珠时，需充分涡旋混匀，每加6-10个样本再次涡旋。

4. 样本裂解不完全。解决办法：适当延长裂解时间。

5. 样本储存不当。解决办法：使用新鲜或妥善保存的样本（避免反复冻融）。

6. 磁珠过度干燥：磁珠干燥时间应控制在5分钟以内，待表面无明显液体残留时即可洗脱。过度干燥可能会影响核酸提取产量。

1. 确保裂解充分：使用前请检查裂解缓冲液是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，请将裂解缓冲液于56℃水浴至重新溶解。

2. 严格按照说明书规定的洗涤步骤进行操作。

3. 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

磁珠悬浮液严禁冰冻和离心。冰冻和离心可能会对磁珠造成不可逆的损害。

CWY121适用于人源粪便样本中提取总DNA

使用前需涡旋振荡，确保磁珠完全混匀。严禁离心或冷冻，否则可能对磁珠导致不可逆损伤。

支持。该试剂盒可配套康为世纪品牌的32通道（CWE2100/CWE3200）或96通道（CWE9600/CWE960）的全自动核酸提取仪使用，实现高通量、自动化的DNA提取流程。

 可使用涡旋振荡仪、TissueLyser II、PowerLyzer 24、FastPrep-24等设备。

DNA产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1) 缓冲液蒸发。解决办法：确保缓冲液密封保存，避免蒸发。

2) 漂洗缓冲液未加入无水乙醇。解决办法：漂洗缓冲液1和2使用前应按试剂瓶标签说明加入对应量的无水乙醇。

3) 洗涤过程中DNA损失。解决办法：在磁力架上吸弃液体时，枪头不要接触附着在管壁上的磁珠团；充分晾干至磁珠表面呈哑光且无干裂后再洗脱。

4) 磁珠悬浮液混匀不充分。解决办法： 磁珠悬浮液使用前需充分涡旋混匀，每处理6-10个样本后需补充涡旋10秒以维持溶液稳定性。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1. 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A5部分的解决方案。

2. 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3. 存在盐离子残留。解决办法：严格按操作顺序使用漂洗缓冲液，特别注意要充分晾干至磁珠表面呈哑光且无干裂后再洗脱。

4. DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260nm处测定DNA浓度，精确控制使用量。

DNA纯度偏低（A260/A280比值较低）的常见原因及解决方案：

1. 乙醇残留导致比值偏低。解决办法：洗脱前确保乙醇完全挥发。 

2. 蛋白质残留。解决办法：确保漂洗缓冲液1和2使用前按试剂瓶标签说明加入对应量的无水乙醇。

3. 未校正背景值造成偏差。解决办法：必须测定320 nm吸光度，并从260 nm和280 nm读数中扣除该背景值。

4. 水洗脱导致pH不稳定。解决办法：避免使用纯水洗脱，建议采用洗脱缓冲液维持稳定pH值。

实验操作上需特别注意磁珠使用前应充分涡旋混匀，严格按照说明书要求放置96孔板，完整执行所有洗涤步骤。

CWY118S适用于从福尔马林固定或石蜡包埋（FFPE）组织样本中提取核酸。

向每支25 mg蛋白酶K粉末中加入1.25 mL蛋白酶K保存液，轻柔混匀溶解，终浓度为20 mg/mL。分装后于-20℃保存，避免反复冻融。

脱蜡剂在低于18℃时会凝固，属正常现象。使用前可在56℃水浴中加热融化，不影响使用效果。

若裂解缓冲液1、裂解缓冲液2和脱蜡剂有结晶或者沉淀，请将其于56℃水浴重新溶解。

吸附柱堵塞通常因样本量过多导致。建议减少起始组织切片数量至1-2片，并确保裂解充分。

裂解离心后，上清液用于RNA提取，沉淀用于DNA提取。转移上清时切勿吸到沉淀。

1. 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2. 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3. 配制溶液应使用无RNase的水。

4. 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

1) 样本量过多或过少：切片数量或组织量超出推荐范围（建议1–5片，约1×1 cm²）可能导致裂解不彻底或吸附柱堵塞。建议减少起始样本量至1–2片，确保充分裂解和顺利过柱。

2) 脱蜡不彻底：脱蜡步骤若未彻底去除石蜡，会影响后续裂解和核酸释放。需确保脱蜡后彻底吸弃上清，避免残留脱蜡液。可用小体积枪头小心吸除残留液体。

3) 蛋白酶K活性不足：蛋白酶K若反复冻融或保存不当，活性下降会影响裂解效率。应置于-20℃保存，避免多次冻融。

4) 乙醇残留：漂洗后若乙醇未彻底挥发，会抑制后续酶反应并影响洗脱效率。建议延长离心晾干时间（室温5分钟），确保吸附柱完全干燥。

5) 洗脱条件不当：洗脱液pH值或体积不合适会影响回收率。若用水洗脱，需确保pH在7.0–8.5之间；建议使用洗脱缓冲液，适当延长室温静置时间（5分钟），或进行二次洗脱以提高产量。

6) 样本保存或处理问题：若样本长期暴露于空气中或固定不当，可能导致核酸降解。建议使用新鲜样本，避免表面氧化层，弃用接触空气的2–3片切片。

若RNA产物中存在DNA污染，可使用试剂盒内附的DNA酶进行处理。在RNA提取过程中，当样本裂解液结合至吸附柱RS并初步离心后，请按以下步骤操作：

1) 向吸附柱中加入350 μL漂洗缓冲液3，12,000 rpm离心1分钟，弃废液；

2) 配制DNase I混合液：52 μL灭菌水加入8 μL 10×DNA酶反应液和20 μL DNA酶（1 U/μL），混匀后全部加入吸附柱中；

3) 20–30℃孵育15分钟；

4) 再加入350 μL漂洗缓冲液3，12,000 rpm离心1分钟，弃废液，后续按说明书继续操作即可。

若DNA提取产物中存在RNA污染，可通过以下步骤处理：

在DNA提取过程中加入RNA酶A消化步骤。具体而言，在样本裂解后、加入裂解缓冲液2前，将样品温度降至室温，加入2μL浓度为100mg/mL的RNA酶A溶液，震荡混匀后室温放置2分钟，即可有效去除RNA污染。

本试剂盒专为高效分离纯化miRNA、siRNA、snRNA等小于200 nt的小分子RNA而设计，同时也可用于总RNA的提取。纯化的RNA适用于各种敏感的下游应用，如Northern Blot、Real-Time PCR（qPCR）、Microarray Analysis等。

适用于组织、细胞、血浆或血清等多种样本类型。

离心后样品分为三层（有机相、中间层、无色水相）。应小心吸取最上层的无色水相，切勿吸到中间层或下层，否则会严重污染RNA，影响纯度和下游实验。

A4：离心后溶液不分层，主要可能由以下原因导致：

1) 混合不充分：加入氯仿后，需剧烈振荡至少15秒，以确保充分混合。

2) 氯仿比例错误：请务必确认氯仿添加量准确无误。标准比例为每使用1 mL裂解缓冲液需加入0.2 mL氯仿。

3) 样品过载或过于粘稠：当处理蛋白、多糖或脂肪含量高的特殊样本时，裂解液会异常粘稠，阻碍分相。可在加入氯仿前，先将样品混合液于 4℃、12,000 rpm 离心5分钟，弃除沉淀，取上清进行后续操作。

若已发生不分层情况，可尝试以下补救措施：

1) 再次混合与离心：在确认氯仿已按比例添加的前提下，将反应液再次剧烈振荡，并于 4℃、12,000 rpm 条件下重新离心。

2) 追加氯仿：若高度怀疑氯仿添加量不足，可谨慎地补加少量氯仿，随后充分振荡并离心。

可能的原因包括：

1) 样品降解：提取的样品应避免反复冻融。

2) 裂解不充分：加入裂解缓冲液后需反复吹打使样本充分裂解 。

3) 洗脱体积过小：RNase-Free Wate体积不应小于30 μL，体积过小影响回收率。

4) 漂洗缓冲液1和2未按试剂瓶标签加入相应体积的无水乙醇：漂洗缓冲液1和2第一次使用前应按照试剂瓶标签说明加入相应体积的无水乙醇。

1) 对于含较多蛋白、脂肪、多糖等样品，可在加入氯仿前先进行离心（4℃, 12,000 rpm, 5分钟），弃除沉淀，取上清进行后续操作。

2) 吸取水相时需小心，可适当保留，切勿吸到中间层和下层，避免基因组污染。

3) 加入氯仿后，需在4℃下离心。

1) 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2) 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3) 配制溶液应使用无RNase的水。

4) 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

A260/A280比值低可能的原因及解决方案如下：

1) 水相吸取时被酚或蛋白污染。解决方案：吸取水相时需小心，可适当保留，切勿吸到中间层和下层，避免基因组污染。

2) 样品裂解不充分。解决方案：可以适当增加裂解缓冲液或者降低样品投入量进行提取。

CWY094S适用于人源粪便样本中提取总DNA。

除杂缓冲液需在2-8℃保存。使用时，应即将使用前取出，用完后请立即放回2-8℃储存。

使用洗脱缓冲液洗脱时，因其不含螯合剂，请将DNA溶液置于 -20℃ 保存。

基因组DNA模板中残余的微量PCR抑制物可能对PCR反应产生不良影响，可将DNA稀释2-10倍通常即可解决。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用洗脱缓冲液，并于-20℃保存。

（1） 样本起始投入量不要超过所用方法的起始量标准；裂解前需充分研磨，保证裂解缓冲液样本混合均匀。

（2） 漂洗缓冲液1和漂洗缓冲液2中无水乙醇添加量不准确或漏加，应按照试剂瓶标签正确添加无水乙醇；

（3） 洗脱不充分： DNA 产物洗脱的时候，预热洗脱液并滴加在膜中央位置，尽可能的覆盖整个吸附膜，增加洗脱体积或者二次洗脱也可增加产量，离心之前室温孵育5分钟可增加产量。

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：裂解前需充分研磨，保证裂解缓冲液样本混合均匀。 

2) 去除乙醇残留：吸附柱空离2分钟后将吸附柱置于室温数分钟，以确保乙醇完全挥发。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：RNA残留或核酸降解。

解决方法：

1) RNA污染：确保加入足量核糖核酸酶A并充分涡旋混匀，使其与裂解液充分接触以降解RNA。

2) 避免降解：避免样本反复冻融。

3) 优化洗脱：若采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节）。

建议于 -20℃ 长期保存，避免反复冻融。短期（1个月内）使用可置于 4℃ 保存。

不可以，本品为 变性还原 处理后的预染Marker，仅适用于 SDS-PAGE变性电泳。

降解通常由反复冻融或蛋白酶污染引起。建议将产品分装保存以避免反复冻融，并确保在无蛋白酶污染的环境中使用洁净的实验器具和新鲜配制的试剂。

本产品兼容多种常规电泳体系（Tris-Gly，Bis-Tris，Tris-HEPES等）。

Western Blot中Marker条带显影主要源于两种原因：一是抗体与Marker蛋白发生非特异性结合；二是目的蛋白表达量过低marker曝光过度；三是Marker条带中部分蛋白含His-tag。建议适当降低Marker上样量或提高样品上样量、在曝光时物理遮挡Marker条带、使用3%脱脂牛奶（TBST配制）进行封闭与抗体稀释，以降低非特异背景。

该产品蛋白均来自于重组原核蛋白，不含有任何动物源性蛋白。

预染蛋白与膜结合后，洗涤过程中的去污剂可能导致少量蛋白流失。使用NC膜时该现象更明显，因其对小蛋白的结合能力弱于PVDF膜。建议检测小于20 kDa蛋白时优先选用PVDF膜以增强结合强度；使用0.2 μm孔径的膜以提高蛋白保留率；转膜后可立即用笔标记条带位置，以便在后续实验中识别；同时可适当缩短洗涤时间或降低去污剂浓度以减少蛋白流失。

低分子量条带穿膜或转移过度时，可缩短转膜时间、降低电压 / 电流；转膜液中甲醇浓度建议控制在 10%-20%，并优先选用 0.2μm 孔径的膜以增强截留，促进蛋白与膜的结合。

可能是分离胶浓度低造成的，推荐使用较高浓度的分离胶，有助于小分子条带更加分散，便于观察。

建议于-20℃长期保存，避免反复冻融。短期（1个月内）使用可置于4℃保存。运输时需冰袋保温。

可能原因包括：1) 使用前未充分回温混匀；2) 电泳时间过长；3) 凝胶浓度不匹配。请确保按说明书操作，并优化电泳条件；4）SDS-PAGE胶凝胶时间是否充分；5）电泳缓冲液建议现用现配，避免染菌

1) 不同缓冲体系（如 Tris-Glycine、Bis-Tris，Tris-HEPES）和凝胶浓度会改变蛋白迁移率；2) 预染蛋白需通过化学修饰偶联染料，修饰会改变其电荷、结构或疏水性，进而影响迁移行为；3) 电泳电压 / 电流波动、凝胶聚合不均等操作因素也可能加剧差异。此为预染蛋白的正常特性，本品提供不同体系的指示分子量表供参考。

两种膜的主要区别在于蛋白结合机制和物理特性：

1. NC膜（硝酸纤维素膜）应用场景：

（1）快速检测或初筛实验：无需甲醇活化，直接浸入转膜缓冲液即可使用。

（2）适用分子量范围：20-200 kDa（小分子易穿透）。

（3）预算有限：NC 膜成本约为 PVDF 膜的 1/3。

2. PVDF膜（聚偏二氟乙烯膜）应用场景：

（1）优先低丰度蛋白：高蛋白载量可捕获更多目标分子。

（2）适用分子量范围：5-500 kDa（强疏水作用减少转移损失）。

（3）适用需重复使用或反复剥离抗体，机械强度高可耐受多次洗涤。

调整转膜参数：对大分子量蛋白，可适当提高电压/电流或延长转印时间；

2. 优化转膜缓冲液：SDS通过增强蛋白质的负电性和流动性促进其从凝胶中洗脱，但同时会竞争性抑制蛋白质与膜的结合（该效应在硝酸纤维素膜上比PVDF膜更显著）。针对难转移的大分子量蛋白质（>100 kDa）大分子量蛋白易滞留凝胶中，可在转膜缓冲液中添加0.01-0.02% SDS促进洗脱。建议转膜前将凝胶置于含0.02-0.04% SDS的无甲醇缓冲液中预平衡10分钟，再使用含10%甲醇+0.01% SDS的缓冲液转印。

3. 调整甲醇浓度：甲醇可增强蛋白与膜结合，但会收缩凝胶孔径、降低转印效率，尤其影响大分子蛋白；建议将甲醇浓度控制在10%-20%，并使用高质量的分析级甲醇避免杂质干扰。

4. 选择合适膜材：PVDF膜对蛋白结合能力优于NC膜，尤其适用于大分子量或低丰度蛋白；若使用NC膜，可尝试添加SDS改善转印效果。

两款产品均为“免脱色”设计，但仍需短暂水洗（数分钟）以去除凝胶表面残留染料，从而获得更高信噪比的清晰背景。

经测试，CW2349染液染色5min可检测40ng蛋白条带，染色15min可检测10ng蛋白条带，过夜染色后可以观察到2 ng条带。但实际灵敏度因蛋白种类及凝胶厚度等有所差异。

经测试，CW2349可以重复使用至少4次，染色灵敏度无明显下降。

由于染液会吸附电泳液和凝胶中的SDS，该颗粒多为低温析出的SDS，属于正常现象，不影响染色性能。

CW2349稳定性优异，可室温运输与保存，经60℃加热实验测试7天，染色能力未降低。

CW2349为超灵敏染色产品，灵敏度接近银染，适合样本量少或低丰度蛋白检测。CW2348为超快速染色产品，加热2min即可显色，适用于常规蛋白样本快速检测。

两款产品均为“免脱色”设计，但仍需短暂水洗（数分钟）以去除凝胶表面残留染料，从而获得更高信噪比的清晰背景。

经测试，CW2348染液微波炉高火加热2min可检测40ng蛋白条带，染色3min浸泡10min可检测10ng蛋白条带。但实际灵敏度因蛋白种类及凝胶厚度等有所差异。

染色时间与凝胶的厚度、蛋白种类（因蛋白质中染料偏好的氨基酸含量不同，影响结合量导致灵敏度差异。）等相关，可适当延长CW2348的染色时间，或换用灵敏度更高的CW2349。

经测试，CW2348可以重复使用至少4次，染色灵敏度无明显下降。

由于染液会吸附电泳液和凝胶中的SDS，该颗粒多为低温析出的SDS，属于正常现象，不影响染色性能。

CW2348稳定性优异，可室温运输与保存，经60℃加热实验测试7天，染色能力未降低。

适用于新鲜血液、抗凝全血、唾液和细胞。

本试剂盒专为自动化流程设计，手动操作可行但需注意：

1. 需自行转移试剂，操作繁琐且耗时；

2. 得率和纯度可能略低于自动化提取。

原因：样本质量不佳；磁珠吸附或洗涤步骤不彻底。解决方法：对于样本处理，新鲜样本应尽快处理或-70℃冻存，避免反复冻融；实验操作上需特别注意异丙醇和磁珠的规范处理，包括移液器吹吸混匀、充分涡旋振荡20秒使其均匀混合，严格按照说明书要求放置96孔板，完整执行所有洗涤步骤，特别要注意在仪器运行17分钟暂停时及时加入异丙醇-磁珠混合液并确保异丙醇-磁珠混物充分混匀。

磁珠悬浮液严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。

1. 避免血液样本反复冻融，否则可能导致DNA断裂或得率下降。

2. 检查预装板是否漏液，确保试剂完整。

3. 细胞样本需要进行离心富集，弃上清，然后加入300 μL 1×PBS重悬得到细胞悬液。

4. 实验前，将磁珠悬浮液与异丙醇按照1:3的比例混匀，混匀后备用

5. 配置好的蛋白酶K溶液勿长时间室温放置，避免反复冻融，以免影响其活性。

适用于血浆、血清、羊水、尿液等体液。

有二种型号：

· 型号一（瓶装型）：提供所有液体试剂，可手动操作或适配特定自动化仪器。规格有48次/盒。

· 型号二（24通道预装板型）：试剂预装在24孔深孔板中，专为康为CWE240全自动核酸提取仪设计。规格为24次/盒。

可能原因包括：

1) 样品质量不佳。解决办法：样品应避免反复冻融。

2) 磁珠悬浮液未充分混匀。解决办法：使用前必须涡旋振荡磁珠悬浮液至少20秒，确保磁珠完全重悬。处理多个样本时，应每隔几个样本重新混匀一次，防止磁珠沉降。。

3) 洗脱效率不足。解决办法：适当增加洗脱体积或延长洗脱时间，并确保在56℃条件下进行振荡洗脱。

4) 磁珠在晾干过程中过度干燥。解决办法：乙醇挥发（晾干）时间不宜过长。待管壁液体挥发后，观察到磁珠表面由湿润反光变为哑光、且无干裂状时即可。

5) 漂洗液配制错误。解决办法：漂洗缓冲液1和2第一次使用前应按照试剂瓶标签的说明加入无水乙醇并做好标记。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1) 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A3部分的解决办法。

2) 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3) 存在盐离子残留。解决办法：严格按说明书操作顺序加入漂洗缓冲液，漂洗完成后确保乙醇完全挥发。 

4) DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260 nm处测定DNA浓度，精确控制使用量

磁珠悬浮液严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。

预装型产品专为自动化流程设计，手动操作可行但需注意：

1. 需自行转移试剂，操作繁琐且耗时；

2. 得率和纯度可能略低于自动化提取。

 24孔预装板严禁冰冻、高速离心；运行程序前确保按照表格指定位置放置24孔预装版。

CWY039S适用于从福尔马林固定或石蜡包埋（FFPE）组织样本中提取高质量基因组DNA。

向每支25 mg蛋白酶K粉末中加入1.25 mL蛋白酶K保存液，轻柔混匀溶解，终浓度为20 mg/mL。分装后于-20℃保存，避免反复冻融。

若裂解缓冲液1、裂解缓冲液2和脱蜡剂有结晶或者沉淀，请将其于56℃水浴重新溶解。

脱蜡剂在低于18℃时会凝固，属正常现象。使用前可在56℃水浴中加热融化，不影响使用效果。

如果下游实验对RNA污染比较敏感，可以在样品90℃孵育降至室温后向样品中加入2 μL 的RNase A（100 mg/mL），震荡混匀，室温放置2分钟。

可在90℃孵育后、RNA酶处理前，加入7 μL UNG（需另购，货号CW0951S），50℃孵育5分钟。

磁珠悬浮液严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需涡旋振荡20秒以确保均匀性。

支持，该试剂盒可与CWE2100 32通道核酸提取仪和CWE9600 96通道核酸提取仪进行匹配使用。

可能原因包括：

1) 脱蜡不彻底。解决办法：确保按说明书步骤操作，充分涡旋和离心。

2) 交联未充分逆转。解决办法：确保90℃孵育1小时。

3) 磁珠悬浮液未充分混匀。解决办法：磁珠悬浮液使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。处理多个样本时，应每隔几个样本重新混匀一次，防止磁珠沉降。

4) 洗脱效率不足。解决办法：适当增加洗脱体积或延长洗脱时间，并确保在56℃条件下进行振荡洗脱。

5) 磁珠在晾干过程中过度干燥。解决办法：乙醇挥发（晾干）时间不宜过长。待管壁液体挥发后，观察到磁珠表面由湿润反光变为哑光、且无干裂状时即可。

6) 漂洗液配制错误。解决办法：漂洗缓冲液1和2第一次使用前应按照试剂瓶标签的说明加入相应体积的无水乙醇并做好标记。

1) 确保充分脱蜡与裂解：脱蜡后务必充分涡旋震荡并离心，使蜡层与水相清晰分离。后续的56℃和90℃孵育步骤必须时间充足，以确保组织样本完全溶解。

2) 保证蛋白酶K活性：使用前务必按说明书要求加入指定体积的蛋白酶K保存液使其完全溶解，-20℃保存，避免反复冻融。

3) 彻底去除乙醇残留：漂洗步骤完成后应开盖室温放置数分钟，确保乙醇完全挥发。同时，请确认漂洗缓冲液已按试剂瓶标签说明加入了相应体积的无水乙醇。4) 消除RNA污染：若下游应用对DNA纯度要求极高，可在样品90℃孵育降至室温后加入2 μL RNase A（100 mg/mL），震荡混匀后室温放置2分钟。

CWY032S适用于从福尔马林固定或石蜡包埋（FFPE）组织样本中提取RNA。

向12.5 mg蛋白酶K粉末中加入0.625 mL蛋白酶K保存液溶解，配制后应于-20℃保存，避免反复冻融。

若裂解缓冲液1、裂解缓冲液2和脱蜡剂有结晶或者沉淀，请将其于56℃水浴重新溶解。

说明书提供了可选步骤，使用DNA酶混合液处理吸附柱以去除基因组DNA。

方案A 使用试剂盒自带的 脱蜡剂，在56℃孵育；方案B 使用自备的二甲苯和无水乙醇进行脱蜡。

正常。加入无水乙醇后，可能有少量沉淀物析出，不影响后续实验。

1) 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2) 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3) 配制溶液应使用无RNase的水。

4) 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

1) 组织在福尔马林中固定时间过长。解决办法：确保组织固定时间在14-24小时以内。

2) 脱蜡不彻底。解决办法：确保按说明书步骤操作，充分涡旋和离心。

3) 蛋白酶K保存不当导致活性降低。解决办法： 确保蛋白酶K粉末在用保存液溶解后，于-20℃保存，避免反复冻融。

4) 洗脱操作不当。解决办法： 使用≥20 μL洗脱缓冲液，滴于膜中央并室温静置5分钟后再离心。

5) 乙醇残留抑制洗脱。解决办法： 洗脱前将吸附柱置于室温放置数分钟，确保乙醇完全挥发。

6) 乙醇未添加：确认已按试剂瓶标签说明向漂洗缓冲液2中加入相应体积的无水乙醇。

CWY017S适用于从福尔马林固定或石蜡包埋（FFPE）组织样本中提取高质量基因组DNA。

向每支25 mg蛋白酶K粉末中加入1.25 mL蛋白酶K保存液，轻柔混匀溶解，终浓度为20 mg/mL。分装后于-20℃保存，避免反复冻融。

若裂解缓冲液1、裂解缓冲液2和脱蜡剂有结晶或者沉淀，请将其于56℃水浴重新溶解。

脱蜡剂在低于18℃时会凝固，属正常现象。使用前可在56℃水浴中加热融化，不影响使用效果。

如果下游实验对RNA污染比较敏感，可以在样品90℃孵育降至室温后向样品中加入2 μL 的RNase A（100 mg/mL），震荡混匀，室温放置2分钟。

可在90℃孵育后、RNA酶处理前，加入7 μL UNG（需另购，货号CW0951S），50℃孵育5分钟。

加入裂解缓冲液2 和无水乙醇后可能会产生白色沉淀，不会影响后续实验。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用洗脱缓冲液洗脱，并于-20℃保存。

1) 脱蜡不彻底：确保按说明书步骤操作，充分涡旋和离心。

2) 交联未充分逆转：确保90℃孵育1小时。

3) 乙醇未添加：确认已按试剂瓶标签说明向漂洗缓冲液1和2中加入相应体积的无水乙醇。

4) 洗脱问题：尝试用预热的洗脱缓冲液，并室温静置5分钟再离心。或进行二次洗脱。

1) 确保充分脱蜡与裂解：脱蜡后务必充分涡旋震荡并离心，使蜡层与水相清晰分离。后续的56℃和90℃孵育步骤必须时间充足，以确保组织样本完全溶解。

2) 保证蛋白酶K活性：使用前务必按说明书要求加入指定体积的蛋白酶K保存液使其完全溶解，-20℃保存，避免反复冻融。

3) 彻底去除乙醇残留：漂洗步骤后，应在洗脱前将吸附柱开盖置于室温数分钟，以确保残余乙醇完全挥发。同时，请确认漂洗缓冲液已按试剂瓶标签说明加入了相应体积的无水乙醇。

4) 消除RNA污染：若下游应用对DNA纯度要求极高，可在样品90℃孵育降至室温后加入2 μL RNase A（100 mg/mL），震荡混匀后室温放置2分钟。

可根据待分离DNA片段的大小参考以下表格选择合适浓度：

可能凝胶时间过短，胶不均匀。1%的琼脂糖最少凝胶时间为 30min。

软硬和凝胶强度有关，琼脂糖都是琼脂提取物，强度高低都是会有一定差异的，不可能每一批都相同。琼脂糖的强度指标是大于等于 1200，只要在这个范围以上就是合格的。

本品为低电渗琼脂糖，纯度极高，适用于核酸、蛋白质等生物大分子的精细分离与分析。

适用于动物组织样本，如肝脏、脾脏、肾脏等。建议样本量在15–25 mg之间，某些组织不宜超过20 mg。

1) 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2) 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3) 配制溶液应使用无RNase的水。

4) 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

支持，该试剂盒可与CWE960 96通道核酸提取仪进行匹配使用。

可能原因：

1) 组织量过多（尤其高DNA/RNA含量的组织）；

2) 匀浆不彻底；

3) DNase I 处理不充分。

DNA产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1) 试剂保存不当或使用有误。 Buffer RW2 (concentrate)首次使用前须按试剂瓶标签说明加入相应体积的无水乙醇；所有缓冲液使用后应立即盖紧，防止挥发或污染；Magbeads PN磁珠在使用前务必充分涡旋使其混合均匀。

2) 样本处理或本身存在问题。 组织取样量严格控制在15-25mg（富RNA组织如肝、脾、肾不超过20mg）；使用新鲜样本或液氮速冻后-80℃保存的样本，避免反复冻融；组织研磨或匀浆必须充分彻底；裂解液Buffer PL1需在组织未完全解冻前加入，防止RNA降解。

3) 关键操作步骤执行存在偏差。加入Buffer PL2、异丙醇和Magbeads PN后，需确保充分混匀6分钟，使RNA完全结合；洗涤时小心操作，避免吸弃上清时带走磁珠；乙醇洗涤后磁珠需室温晾干3分钟以去除残留乙醇，但避免过度干燥；洗脱时使用50-70μL RNase-Free Water，65℃孵育6分钟以提高洗脱效率。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1) 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A5部分的解决方案。

2) 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3) 存在盐离子残留。解决办法：严格按说明书操作顺序加入漂洗缓冲液。 

4) DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260 nm处测定DNA浓度，精确控制使用量

RNA纯度低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1) 样本残留或降解。 样本本身含有过多蛋白质、脂肪或多糖等杂质；或样本处理不当导致RNA降解，都会影响纯度。应确保使用新鲜或妥善保存的样本，并彻底完成匀浆和裂解步骤。

2) 污染物残留。 Buffer RW1或RW2洗涤不彻底，特别是乙醇（Buffer RW2组分）残留会显著影响A260/A230比值。请确保按照说明进行充分的洗涤，并在最后一步晾干步骤中让乙醇完全挥发（室温晾干3分钟）。

3) 仪器或测量误差。 使用RNase-Free Water作为空白对照进行校准；对于高浓度RNA样本，建议进行适当稀释后重新测量。

取52 μL RNase-Free Water向其中加入8 μL 10×Reaction Buffer和20 μL DNase I（1U/ μL），混匀，配置成终体积为80 μL的反应液，配置好后放在冰上储存。

支持。CW3701S适配 CWE2100 和 CWE960 全自动核酸提取仪。

严禁冷冻或高速离心，否则可能导致磁珠不可逆损坏。使用前需充分混匀，避免沉淀。

不推荐用于高淀粉植物组织（如小麦干种子、玉米干种子），因其易形成胶状物，影响提取效果。

1) 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2) 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3) 配制溶液应使用无RNase的水。

4) 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

试剂盒包含 DNase I 处理步骤，可有效去除基因组DNA污染，无需额外处理。

1) 样本未充分破碎或裂解不完全；

2) 磁珠未充分混匀或结合时间不足；

3) Buffer PGW1 或 RW2 中未正确加入乙醇；

4) 乙醇残留未彻底挥发，影响洗脱效率。

1) 确保磁珠干燥适度（表面哑光无裂痕）；

2) 可适当延长65℃震荡洗脱时间；

3) 尝试用预热的RNase-Free Water进行洗脱。

取52 μL RNase-Free Water向其中加入8 μL 10×Reaction Buffer和20 μL DNase I（1U/ μL），混匀，配置成终体积为80 μL的反应液，配置好后放在冰上储存。

RNA纯度低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1) 组织研磨不充分或起始量过大会导致裂解不完全，使蛋白质、多糖等杂质大量残留。解决办法：确保组织充分破碎，并严格遵守试剂盒推荐的样本量范围，对于难裂解组织可适当减量。

2) 洗涤步骤不彻底会直接导致盐离子或乙醇残留。解决办法：确保向浓缩洗涤液（Buffer PGW1和Buffer RW2）中正确加入无水乙醇，并遵循指定的洗涤次数和体积。完成洗涤后需充分晾干（约5-10分钟），直至磁珠表面呈哑光，确保乙醇完全挥发。

3) 基因组DNA残留会使A260/A280比值偏高。解决办法：提取过程中增加DNase I消化步骤并确保DNase I活性完好，以彻底去除gDNA污染。

4) RNA降解会导致纯度下降和功能丧失。这通常由RNase污染或操作过程温度过高引起。解决办法：必须全程使用无RNase的枪头、离心管，佩戴手套并勤换，操作尽量快速并在低温下进行。提取完成后应立即将RNA分装并保存于-70℃冰箱，避免反复冻融。

本品为过滤除菌，不含抗生素和抗真菌成分。用户可根据需要按细胞培养标准浓度自行添加。

试管需要全部充满试剂，避免由于运输，样本与空气接触。

每0.5×0.5 cm的组织块应加入1 mL保存液。对于更大的组织块，可按此比例相应增加保存液体积。核心原则是组织必须被液体完全覆盖，不与空气接触。

强烈不建议省略。PBS漂洗是为了彻底去除残留的保存液成分，防止这些成分对下游实验产生干扰或抑制效应。

不可以。 本品是用于2-8℃短期冷藏保存，并非用于深低温冻存。两者原理和配方完全不同。混合使用会彻底失效，并可能导致细胞死亡。

需自备康为世纪CWE240全自动核酸提取仪。

本试剂盒专为自动化流程设计，手动操作可行但需注意：

1. 需自行转移试剂，操作繁琐且耗时；

2. 得率和纯度可能略低于自动化提取。

避免样本反复冻融，确保核酸完整性；操作时需严格按说明书放置预装板，在程序暂停时准确加入异丙醇，并完整执行所有洗涤步骤

1) 预装板严禁冰冻、高速离心。冰冻、高速离心可能会对Magbeads造成不可逆的损害。

2) 检查预装板是否漏液，确保试剂完整。

是的。该试剂盒仅可与具有裂解功能的粪便样本采集保存管搭配使用，且并未提供粪便样本采集保存管。如需要，请订购粪便样本采集保存管。

该试剂盒提供了一种从微量样本中提取DNA的方法，适用于微量血液、唾液、尿液、血片、血斑、拭子、组织、毛发、指甲、烟头、骨骼、牙齿样本。

DNA产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1. 裂解缓冲液出现沉淀。解决办法：用前请先检查Buffer SL和Buffer GL是否出现沉淀，如有沉淀，可在56℃水浴几分钟重新溶解。

2. 缓冲液蒸发。解决办法：确保缓冲液密封保存，避免蒸发。

3. 漂洗过程中出现DNA损失。解决办法：Buffer GW1和Buffer GW2使用前应按试剂瓶标签加入无水乙醇。

4. 磁珠悬浮液及异丙醇-磁珠混合物混匀不充分。解决办法：Magbeads PN使用前需充分涡旋混匀；每处理6-10个样本后需补充涡旋10秒以维持溶液稳定性。

5. 样本裂解不完全。解决办法：对于骨骼、牙齿等坚硬样本，必须通过液氮或研磨器充分研磨以增大裂解表面积。同时，必须严格遵循特定的孵育条件，例如难裂解样本需56℃过夜孵育，并在蛋白酶K消化后进行70-80℃加热以彻底灭活酶并促进裂解。此外，每个涡旋步骤都应充分，确保样本完全分散在裂解液中，避免形成团块。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1. 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A2部分的解决方案。

2. 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3. 存在盐离子残留。解决办法：严格按操作顺序使用漂洗缓冲液，特别注意确保乙醇充分挥发。

4. DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260 nm处测定DNA浓度，精确控制使用量

DNA纯度偏低（A260/A280比值较低）的常见原因及解决方案：

1. 乙醇残留导致比值偏低。解决办法：洗脱前确保乙醇完全挥发。 

2. 蛋白质残留。解决办法：可重复Buffer GW1的漂洗步骤。

3. 未校正背景值造成偏差。解决办法：必须测定320 nm吸光度，并从260 nm和280 nm读数中扣除该背景值。

4. 水洗脱导致pH不稳定。解决办法：避免使用纯水洗脱，建议采用洗脱缓冲液维持稳定pH值。

Magbeads PN严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用洗脱缓冲液洗脱，并于-20℃保存。

支持，该试剂盒可与CWE2100 32通道核酸提取仪进行匹配使用。

本品在常规6×Loading Buffer中预混了SuperStain核酸染料，无需在制胶时额外添加染料，使用更便捷、更安全。

是的。SuperStain是一种大分子染料，不能穿透细胞膜，无毒性、无诱变性，比EB更安全。

按比例将DNA样品与Buffer混匀后直接上样。推荐比例：5 μL DNA + 1 μL 6×SuperStain Loading Buffer。

不需要。只需将DNA样品与本产品混匀后直接上样电泳即可。

由于染料直接与DNA结合，灵敏度更高，优于传统胶染法。

SuperStain 是一种大分子染料，不能穿透细胞膜进入细胞内，无毒性、无诱变性，使用更安全。其光谱特性与 EB 相同，无需更换成像设备即可在紫外下检测，兼具高灵敏度和稳定性。

支持胶染法和泡染法，使用灵活方便。

是的，具有良好的热稳定性，可直接加入热的琼脂糖溶液中，无需冷却。

如果总是看到条带弥散或分离不理想，建议使用泡染法染色以确认问题是否与染料有关。如果染色后问题依旧存在，则说明问题与染料无关，请尝试：选择合适的琼脂糖浓度；选用更长的凝胶；延长凝胶时间以保证边缘清晰；减少DNA上样量（推荐上样量为50-200 ng/泳道）。

Buffer RLS 如果产生沉淀，请加热使其溶解后室温放置。

1) 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2) 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3) 配制溶液应使用无RNase的水。

4) 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

正常。加入无水乙醇后，可能有少量沉淀物析出，不影响后续实验。

本试剂盒提供柱上DNase I消化功能，可有效去除基因组DNA污染。请在步骤6-7中配制并加入DNase I混合液，20-30℃孵育15分钟，即可高效清除DNA残留。

1) 对于含水量高的样本（如西瓜、西红柿），可增加至 200 mg；

2) 对于富含淀粉或成熟叶片，可增加 Buffer RLS 用量至 700 μL。

RNA提取产量低可能由多种原因导致。常见原因包括：

1) 起始样本量不足或过多、样本本身RNA含量低或保存不当反复冻融导致降解。请确保使用新鲜或正确保存的样本，并将起始量控制在推荐范围内。

2) 裂解不充分会严重影响产量，组织需在液氮中充分研磨。同时需警惕RNase污染，应全程使用无RNase耗材，操作时佩戴手套并勤换。

3) 实验操作存在问题：Buffer RLS中务必按比例添加β-巯基乙醇；Buffer RW2使用前应按试剂瓶标签加入相应体积的无水乙醇；各步骤加液后需充分混匀；最后空离后可开盖晾干确保去除乙醇残留。洗脱时使用至少30 μL RNase-Free Water，室温静置2分钟，必要时可进行二次洗脱提高产量。

1) 蛋白污染（A260/A280偏低）：裂解不充分或酚类物质残留可能导致蛋白污染。确保组织在液氮中充分研磨；裂解后充分离心取上清；Buffer RLS中务必按1mL加20 μL的比例添加β-巯基乙醇。

2) 有机溶剂或盐残留（A260/A230偏低）：漂洗步骤不彻底或乙醇残留可能导致杂质残留。严格按说明使用Buffer RW2（首次使用前需加入无水乙醇）；最后空离后可开盖晾干吸附柱，确保乙醇完全挥发。

3) 操作或耗材问题：操作中引入污染物。全程使用无RNase枪头、离心管；避免频繁开启试剂瓶。

不需要。本产品已含 1×Loading Buffer，可直接取 5 μL 上样电泳。

1) 电压：按照推荐的电泳条件（1 × TAE或TBE缓冲液，1% - 2%琼脂糖凝胶，电压4 - 8 V/cm）跑胶；

2) 琼脂糖凝胶：①建议在溶胶时使琼脂糖颗粒全部溶解，若使用微波炉加热进行溶解，可以让液体沸腾2-3次；②确保胶充分冷却凝结，30-60min为宜，如果不能及时使用，要放在TAB/TBE液体中保存；

3) 试剂保存条件：放在2-8℃保存，避免反复冻融。

兼容。若使用大分子荧光染料，建议适当减少 Marker上样量或加大染料用量。

1) 电泳缓冲液陈旧：老化的电泳缓冲液离子浓度降低，pH值上升，缓冲能力减弱，从而影响电泳效果，建议经常更换电泳缓冲液；

2) 电泳条件不当：电压过高或电泳温度过高可能引起条带扩散，建议在适宜电压下电泳；

3) 凝胶质量差以及凝胶冷却时凝固不均匀。

1) 1000 bp 条带最亮：此为正常现象。该条带含量约为150 ng（其他条带约为50 ng），旨在提供清晰的参照点。

2) 所有条带均很弱：
① 确认上样量是否为推荐的 5 μL；
② 检查琼脂糖凝胶是否均匀透明，未完全溶解的颗粒会影响DNA迁移。

3) 仅底部（小片段）条带亮：可能是DNA发生降解，请确保操作过程中无核酸酶污染，并避免反复冻融本品。 

不适用于聚丙烯酰胺凝胶电泳。

适用于动物组织、血液、哺乳动物细胞、细菌等样本的DNA提取。

支持，该试剂盒可与CWE2100 32通道核酸提取仪和CWE960 96通道核酸提取仪进行匹配使用。

Magbeads PN严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分涡旋振荡以确保均匀性。

若Buffer ATL和Buffer AL有结晶或者沉淀，请将其于56℃水浴重新溶解。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用Buffer TB洗脱，并于-20℃保存。

DNA产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1) 试剂保存不当或使用有误。 Buffer ATL或AL若出现结晶或沉淀，会显著影响裂解效率，需在56℃水浴中加热至完全溶解后再使用。同时，请确保所有缓冲液均密封保存，防止蒸发导致浓度改变。Magbeads PN磁珠在使用前务必充分涡旋使其混合均匀。

2) 样本处理或本身存在问题。 样本裂解不完全是产量低的一个主要原因。请确保组织已充分研磨，适当延长56℃的蛋白酶K消化时间，直至溶液变得清亮、无可见组织碎片。样本的储存条件也极大影响结果，应使用新鲜或妥善冻存的样本，反复冻融会严重降解DNA。同时，请确认您的样本起始量在推荐范围内。

3) 关键操作步骤执行存在偏差。 在结合步骤中，加入异丙醇和磁珠后应保证足够的孵育时间和混匀强度，确保DNA与磁珠充分结合。在洗涤和洗脱阶段，要小心操作避免吸弃上清时意外吸走磁珠。干燥步骤需要格外留意：乙醇洗涤后，磁珠应室温干燥至其表面变为哑黑色、无光泽的状态即可。过度干燥会使DNA难以重悬，导致洗脱效率急剧下降。洗脱时，使用推荐体积的Buffer TB或水，并在56℃下孵育10分钟，可以最大化地将DNA从磁珠上洗脱下来。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1) 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A6部分的解决方案。

2) 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3) 存在盐离子残留。解决办法：严格按说明书操作顺序加入漂洗缓冲液。 

4) DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260 nm处测定DNA浓度，精确控制使用量

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：使用前请检查 Buffer ATL和AL是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，请将其于56℃水浴孵育重新溶解。 

2) 去除乙醇残留：漂洗步骤完成后将离心管固定于磁力架上室温静置3-5分钟使乙醇充分挥发。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：核酸降解。

解决方法：

1) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

2) 优化洗脱：若采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节）。

支持。CW2528S适配 CWE2100 和 CWE960 全自动核酸提取仪。

严禁冷冻或高速离心，否则可能导致磁珠不可逆损坏。使用前需充分混匀，避免沉淀。

在 Buffer PLS 中加入 β-巯基乙醇，使其终浓度为 5%，可有效改善提取效果。

洗脱后可能有少量磁珠残留，不影响PCR、测序等下游应用，但可能影响吸光度读数。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用Buffer TB洗脱，并于-20℃保存。

DNA产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1) 试剂保存或使用不当。 Buffer GW1使用前应按试剂瓶标签向其中加入指定用量的无水乙醇。同时，请确保所有缓冲液均密封保存，防止蒸发导致浓度改变。Magbeads PN磁珠在使用前务必充分涡旋或颠倒混匀，使其充分重悬。

2) 样本处理或本身存在问题。 样本裂解不完全是产量低的一个主要原因。请确保植物组织已通过液氮研磨或组织破碎仪充分破碎为细粉。对于多糖多酚含量高的植物，请在Buffer PLS中加入β-巯基乙醇至终浓度5%以改善裂解效果。同时，样本的质量和储存条件也极大影响结果，应使用新鲜或妥善保存的样本，反复冻融会严重降解DNA。请确认您的样本起始量在推荐范围内。

3) 关键操作步骤执行存在偏差。

o 结合步骤： 加入Buffer ZB和磁珠后，应充分颠倒混匀30秒，并室温静置5分钟，其间颠倒混匀数次，确保DNA与磁珠充分结合。

o 洗涤步骤： 在漂洗阶段，要小心操作避免吸弃上清时意外吸走磁珠。

o 干燥步骤： 乙醇洗涤后，磁珠应室温干燥5-10分钟，直至无乙醇气味，但应避免过度干燥，否则会导致DNA洗脱效率下降。

o 洗脱步骤： 使用100 μL Buffer TB，并在65℃下震荡孵育10分钟，以确保DNA充分洗脱。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1) 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A6部分的解决方案。

2) 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3) 存在盐离子残留。解决办法：严格按说明书操作顺序加入Buffer GW1和75%无水乙醇。 

4) DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260 nm处测定DNA浓度，精确控制使用量

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：确保植物组织已通过液氮研磨或组织破碎仪充分破碎为细粉。 

2) 去除乙醇残留：漂洗步骤完成后将离心管固定于磁力架上室温静置5-10分钟使乙醇充分挥发。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：核酸降解。

解决方法：

1) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

2) 优化洗脱：若采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节）。

可使用以下配套产品：

1) CW3048：CWSeq Universal DirectFast DNA Library Prep Kit

2) CW3047：CWSeq Super HiFi Amplification Mix for NGS

3) CW3360：SuperStar Universal SYBR Master Mix-SYBR

 CW2514S是一款专门用于从口腔拭子中提取基因组DNA的试剂盒，适用于干燥或保护液保存的样本。

Magbeads PN严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。

可使用56℃水浴锅替代，每隔5分钟涡旋震荡10秒，以确保充分裂解和混合。

支持，本试剂盒可与KingFisher Duo、KingFisher Flex等自动化磁珠提取系统匹配使用。

使用废液抽吸系统时，需将负压调至较低，缓慢吸液；使用多通道移液器时避免枪头接触孔底磁珠。

可尝试用移液器吹吸混匀，或调整震荡频率，确保磁珠始终处于悬浮状态。

可能原因包括：

1) Magbeads PN未充分混匀。解决办法：Magbeads PN使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。处理多个样本时，应每隔几个样本重新混匀一次，防止磁珠沉降。

2) 洗脱效率不足。解决办法：适当增加洗脱体积或延长洗脱时间，并确保在56℃条件下进行振荡洗脱。

3) 磁珠在晾干过程中过度干燥。解决办法：乙醇挥发（晾干）时间不宜过长。待管壁液体挥发后，观察到磁珠表面由湿润反光变为哑光、且无干裂状时即可。

4) 漂洗液配制错误。解决办法：Buffer GW1和Buffer GW2第一次使用前应按照试剂瓶标签的说明加入相应体积的无水乙醇并做好标记。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1) 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A7部分的解决办法。

2) 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3) 存在盐离子残留。解决办法：严格按说明书操作顺序加入漂洗缓冲液，漂洗完成后确保乙醇完全挥发。 

DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260 nm处测定DNA浓度，精确控

样品应避免反复冻融，否则会导致DNA片段较小且提取量下降。

将其置于56℃水浴中加热直至结晶或沉淀完全溶解。

1) 组织量过多。解决：确保组织的起始量不要超出推荐范围（0.4-0.6 cm）。

2) 消化不完全。解决：延长56℃消化时间直至溶液完全澄清，必要时补加20 μL Proteinase K。

3) 省略离心步骤（未去不溶物）、一次性上样量过大或离心力不足。解决：分次上样；确保离心机转速达12,000 rpm；彻底弃除步骤4中的沉淀。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用洗脱缓冲液，并于-20℃保存。

是正常现象，不会影响后续实验。

不可以。

如需去除RNA，可在56℃消化完成后加入4 μL 100 mg/mL 的RNase A溶液（货号：CW0601S），震荡混匀，室温放置5-10分钟。

1) 应尽可能选择新鲜的样本；

2) 样本起始投入量不要超过所用方法的起始量标准；

3) 样品保存时要尽可能的避免反复冻融；

4) 样本应进行充分裂解：样本应充分研磨；延长56℃消化时间；必要时可额外添加20 μL Proteinase K；

5) Buffer GW1和Buffer GW2中无水乙醇添加量不准确或漏加，应按照试剂瓶标签正确添加无水乙醇；

6) 洗脱不充分： DNA 产物洗脱的时候，预热洗脱液并滴加在膜中央位置，尽可能的覆盖整个吸附膜，增加洗脱体积或者二次洗脱也可增加产量。

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：使用前请检查Buffer GL是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，请将其置于56℃水浴重新溶解。 

2) 去除乙醇残留：吸附柱空离2分钟后将吸附柱开盖置于室温数分钟，以彻底晾干。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：RNA残留或核酸降解。

解决方法：

1) 可在消化完成后加入4 μL RNase A（100 mg/mL）溶液，震荡混匀，室温放置5-10分钟。RNase A本试剂盒并未提供，如需要可单独向本公司订购，货号：CW0601S。

2) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

3) 优化洗脱：若采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节）。

兼容。若使用大分子荧光染料，建议适当减少 Marker上样量或加大染料用量。

1) 电泳缓冲液陈旧：老化的电泳缓冲液离子浓度降低，pH值上升，缓冲能力减弱，从而影响电泳效果，建议经常更换电泳缓冲液；

2) 电泳条件不当：电压过高或电泳温度过高可能引起条带扩散，建议在适宜电压下电泳；

3) 凝胶质量差以及凝胶冷却时凝固不均匀。

1) 750 bp 条带最亮：此为正常现象。该条带含量约为150 ng（其他条带约为50 ng），旨在提供清晰的参照点。

2) 所有条带均很弱：
① 确认上样量是否为推荐的 5 μL；
② 检查琼脂糖凝胶是否均匀透明，未完全溶解的颗粒会影响DNA迁移。

3) 仅底部（小片段）条带亮：可能是DNA发生降解，请确保操作过程中无核酸酶污染，并避免反复冻融本品。 

不适用于聚丙烯酰胺凝胶电泳。

不需要。本产品已含 1×Loading Buffer，可直接取 5 μL 上样电泳。

1) 电压：按照推荐的电泳条件（1 × TAE或TBE缓冲液，1% - 2%琼脂糖凝胶，电压4 - 8 V/cm）跑胶；

2) 琼脂糖凝胶：①建议在溶胶时使琼脂糖颗粒全部溶解，若使用微波炉加热进行溶解，可以让液体沸腾2-3次；②确保胶充分冷却凝结，30-60min为宜，如果不能及时使用，要放在TAB/TBE液体中保存；

3) 试剂保存条件：放在2-8℃保存，避免反复冻融。

适用于从动物细胞及组织中高效提取总RNA。

1) 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2) 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3) 配制溶液应使用无RNase的水。

4) 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

正常。加入无水乙醇后，可能有少量沉淀物析出，不影响后续实验。

1) 样本投入量过多。解决办法：减少样本投入量，DNA/RNA含量丰富的特殊样本（肝、脾及肾脏等），请勿超过10 mg，过量的样本投入量反而会降低得率和纯度。

2) 样本研磨或匀浆不充分。解决办法：增加样本研磨或匀浆时间；将裂解样本先12,000 rpm离心5 min，部分样本离心后表面可能有脂质层，转移上清液时请注意。

3) 样本富含肌纤维。解决办法：肌肉、心脏、皮肤和一些低等生物等富含肌纤维的样本，应采用液氮研磨方式，加大研磨程度。

4) 裂解液粘稠。解决办法：增大裂解液体积。

5) 样本复杂。解决办法：高脂肪、高纤维、高蛋白、多糖类、多杂质等复杂样本使用操作步骤（常规），并减少投入量。

1) 投入量过多或过少。解决办法：增加投入量，组织请勿超过20 mg，细胞请勿超过5× 10⁶个，过量的样本投入量反而会降低得率和纯度。

2) 样本保存不当。解决办法：内源性RNase、反复冻融或保存温度不合适，导致RNA降解，应采用新鲜或-80℃未冻融的样本。

3) 样本处理不当，组织研磨或匀浆不充分。解决办法：增加样本研磨或匀浆时间；加大裂解液体积和裂解时间。

4) 结合环境不够。解决办法：增加结合时乙醇用量，快速法可从0.5倍无水乙醇最高增加到1倍无水乙醇，常规法1倍70%乙醇最高增加到2倍70%乙醇。

5) 乙醇残留。解决办法：进行空离2 min，将吸附柱置于室温数分钟以彻底晾干，小心从收集管上取下吸附柱，避免接触乙醇。

6) 洗脱不充分。解决办法：可将洗脱液在65℃提前预热，滴加至吸附膜中间部位后，室温静置2 - 5 min；或者离心后进行二次洗脱。

1) 投入量过多或过少。解决办法：RNA浓度低会造成测量的纯度低，可以增加投入量，组织请勿超过20 mg，细胞请勿超过5 × 10⁶个，过量的样本投入量反而会降低得率和纯度。

2) 盐离子残留。解决办法：进行Buffer RW2漂洗两次；加入Buffer RW2时可沿吸附柱管壁四周加入；加入Buffer RW2后，颠倒混匀2 - 3次；加入Buffer RW2后，静置5 min，然后离心。

3) 乙醇残留。解决办法：进行空离2 min，将吸附柱置于室温数分钟以彻底晾干，小心从收集管上取下吸附柱，避免接触乙醇。

不同样本DNA/RNA含量相差大，投入量请勿超过20 mg组织和5 × 10⁶细胞；肝、脾和肾DNA含量丰富，请勿超过10 mg。若需进一步去除gDNA残留，可使用DNase I进行消化。

1) 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2) 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3) 配制溶液应使用无RNase的水。

 正常。加入Buffer PA后，可能会出现沉淀物或絮状物，不影响后续实验。

本试剂盒可除去大部分DNA污染，无需DNase I消化即可用于下游实验，但不同的样本或样本的不同投入量核酸含量差异较大，若下游实验对RNA纯度要求比较严格，可选择性的进行DNase I消化，DNase I（CW2090S）需自行购买。

1) Buffer ESL：适用于普通植物（如小麦、拟南芥、油菜、豌豆的幼嫩叶片、根茎）及水果果肉（如草莓、苹果、西红柿、香蕉）。

2) Buffer RSL：适用于富含多糖多酚的植物组织（如松针、银杏叶、大豆种子、土豆、红薯）及真菌。

3) 若不明确样本类型，推荐优先尝试 Buffer RSL。

1) 淀粉含量高的植物组织（如土豆块茎、红薯块茎等）会与裂解液反应产生胶状物质，且裂解时间越长，胶状物质越多，因此样本裂解后应尽快离心取上清加入到gDNA-Filter Columns with Collection Tubes中；取上清时需避免吸取到胶状物质，以免造成gDNA- Filter Columns with Collection Tubes堵塞。

2) 若裂解液过于粘稠，可补加 600 μL 裂解液（Buffer RSL/ESL）和 10 μL Proteinase K，并涡旋混匀，下次提取时减少样本量（30–50 mg）

1) 样本未充分研磨或裂解不完全；

2) 裂解液选择不当；

3) Buffer RW2使用前未按试剂瓶标签的说明加入对应量的无水乙醇；

4) Buffer PA 加入比例不合适（水果样本建议加0.5倍体积）；

5) 洗脱液体积过小（建议不少于30 μL）；

6) 乙醇残留未彻底晾干。

1) 可用 65℃预热的RNase-Free Water 进行洗脱；

2) 将第一次洗脱液重新加回吸附柱中再次离心洗脱；

3) 适当增加样本量（但需避免超出推荐范围）。

1) 蛋白污染（A260/A280偏低）：裂解不充分或酚类物质残留可能导致蛋白污染。确保组织在液氮中充分研磨；裂解后充分离心取上清；根据样本类型选择合适的裂解液。

2) 有机溶剂或盐残留（A260/A230偏低）：漂洗步骤不彻底或乙醇残留可能导致杂质残留。严格按说明使用Buffer RW2（首次使用前需加入无水乙醇）；最后空离后可开盖晾干吸附柱，确保乙醇完全挥发。

3) 操作或耗材问题：操作中引入污染物。全程使用无RNase枪头、离心管；避免频繁开启试剂瓶。

可用 500 μL无水乙醇 额外漂洗一次，再进行离心晾干。

此为正常现象。将 Buffer GSL 置于37℃水浴中溶解，摇匀后即可使用，不影响效果。

不是。对于简单植物样本，破碎后震荡混匀，室温放置10分钟即可，无需加热。复杂样本建议70℃加热孵育10分钟。

可在样本前处理步骤中加入 5% β-巯基乙醇，可有效提升得率。

若柱膜有明显的颜色残留可利用500 μL无水乙醇漂洗一次，再进行后续步骤。

 正常。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用Buffer TB，并于-20℃保存。

需确保植物组织经液氮或组织破碎仪充分破碎，加入Buffer PSS后充分混匀，离心后小心吸取上清液避免吸入沉淀，对多糖多酚含量高的复杂样本应适当减少起始用量。

（1） 样本起始投入量不要超过所用方法的起始量标准；

（2） 样品保存时要尽可能的避免反复冻融；

（3） 样本应进行充分裂解：确保组织在液氮或组织破碎仪中充分破碎，并充分涡旋混合。

（4） Buffer CW1和Buffer GW2中无水乙醇添加量不准确或漏加：应按照试剂瓶标签正确添加无水乙醇。

（5） 确保无乙醇残留：空离后将吸附柱开盖室温静置数分钟，彻底挥发乙醇。（6） 洗脱不充分： DNA 产物洗脱的时候，预热洗脱液并滴加在膜中央位置，尽可能的覆盖整个吸附膜，增加洗脱体积或者二次洗脱也可增加产量。

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：使用前请检查Buffer GSL是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，于56℃水浴孵育至重新溶解。 

2) 去除乙醇残留：吸附柱空离2分钟后将吸附柱开盖置于室温数分钟，以彻底晾干。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：核酸降解。

解决方法：

1) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

2) 优化洗脱：若采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节）。

适用于从动物细胞及组织中高效提取总RNA。

1) 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2) 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3) 配制溶液应使用无RNase的水。

4) 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

本试剂盒提供柱上DNase I消化功能，可有效去除基因组DNA污染。请在步骤7-9中配制并加入DNase I混合液，20-30℃孵育15分钟，即可高效清除DNA残留。

正常。加入无水乙醇后，可能有少量沉淀物析出，不影响后续实验。

RNA提取产量低可能由多种原因导致。常见原因包括：

1) 起始样本量不足或过多、样本本身RNA含量低或保存不当反复冻融导致降解。请确保使用新鲜或正确保存的样本，并将起始量控制在推荐范围内。

2) 裂解不充分会严重影响产量，组织需在液氮中充分研磨，细胞应反复吹打，使其充分裂解。同时需警惕RNase污染，应全程使用无RNase耗材，操作时佩戴手套并勤换。

3) 实验操作存在问题：Buffer RL中务必按比例添加β-巯基乙醇；Buffer RW2使用前应按试剂瓶标签加入相应体积的无水乙醇；各步骤加液后需充分混匀；最后空离后开盖晾干确保去除乙醇残留。洗脱时使用至少30 μL RNase-Free Water，室温静置1-2分钟，必要时可进行二次洗脱提高产量。

1) 蛋白污染（A260/A280偏低）：裂解不充分或酚类物质残留可能导致蛋白污染。确保组织在液氮中充分研磨，细胞完全分散在Buffer RL中；裂解后充分离心取上清；Buffer RL中务必按1mL加10 μL的比例添加β-巯基乙醇。

2) 有机溶剂或盐残留（A260/A230偏低）：漂洗步骤不彻底或乙醇残留可能导致杂质残留。严格按说明使用Buffer RW2（首次使用前需加入无水乙醇）；最后空离后开盖晾干吸附柱2-3分钟，确保乙醇完全挥发。

3) 样本类型特殊：脂肪组织或脑组织等样本中可能含大量有机物。建议减少起始样本量。

4) 操作或耗材问题：操作中引入污染物。全程使用无RNase枪头、离心管；避免频繁开启试剂瓶。

若Buffer GP1和Buffer GP2出现结晶或沉淀，可将其置于65℃水浴至重新溶解。

如果下游实验对RNA污染比较敏感，可以在加入Buffer GP1孵育后，加入4 μL DNase-Free的RNase A（100 mg/ml），RNase A本试剂盒并未提供，如需要可单独向本公司订购，货号：CW0601S。

Buffer GP1 需预热至65℃，并加入β-巯基乙醇（终浓度0.1%）。裂解时需充分颠倒混匀，确保组织完全裂解。

若上样液粘稠，可分次加入吸附柱离心。避免吸入步骤3中的下层有机相或沉淀。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用Buffer GE，并于-20℃保存。

（1） 样本起始投入量不要超过所用方法的起始量标准；

（2） 样品保存时要尽可能的避免反复冻融；

（3） 样本应进行充分裂解：确保组织在液氮中充分研磨，并充分涡旋混合。

（4） Buffer GW1和Buffer GW2中无水乙醇添加量不准确或漏加：应按照试剂瓶标签正确添加无水乙醇；

（5） 确保无乙醇残留：空离后将吸附柱开盖室温静置数分钟，彻底挥发乙醇。（6） 洗脱不充分： DNA 产物洗脱的时候，预热洗脱液并滴加在膜中央位置，尽可能的覆盖整个吸附膜，增加洗脱体积或者二次洗脱也可增加产量。

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：使用前请检查裂Buffer GP1和Buffer GP2是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，于56℃水浴孵育至重新溶解。 

2) 去除乙醇残留：吸附柱空离2分钟后将吸附柱开盖置于室温数分钟，以彻底晾干。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：核酸降解。

解决方法：

1) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

2) 优化洗脱：若采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节）。

凝胶时间与环境温度影相关，温度过低会延长凝固时间。建议将混合后的溶液在室温静置5分钟平衡温度，也可按说明书用量适当增加5%-10%的促凝剂以加速凝固。

不推荐。本品缓冲体系与非变性电泳不兼容，用于非变性电泳可能导致蛋白条带异常。

灌注上层胶的时候，推荐使用1ml 移液器沿玻璃板边缘以45° 角平移注入，而非集中在一点灌注。例如，将移液器头贴紧玻璃板内壁，从一端向另一端匀速移动，确保液流均匀覆盖分离胶表面，避免形成冲击涡流。

建议现配现用。如需保存，请将凝胶连同梳齿置于自封袋中，并添加适量去离子水或电泳缓冲液保持胶板湿润，置于4℃保存2-3天。

凝胶凝固后上层胶与下层胶分界线平整度稍逊于传统方法配制的胶，但对后续电泳无影响。建议在下层胶凝固前灌入上层胶，沿玻璃板壁缓慢、连续的将液流注入上层胶，避免液流直接冲击分离胶层面。

应将梳子倾斜一定角度缓慢插入，以减少气泡残留。

通常因溶液温度过低或混合后未静置除气泡导致。建议恢复至室温并静置片刻后再灌胶。

凝胶时间与环境温度影相关，温度过低会延长凝固时间。建议将混合后的溶液在室温静置5分钟平衡温度，也可按说明书用量适当增加5%-10%的促凝剂以加速凝固。

不推荐。本品缓冲体系与非变性电泳不兼容，用于非变性电泳可能导致蛋白条带异常。

灌注上层胶的时候，推荐使用1ml 移液器沿玻璃板边缘以45° 角平移注入，而非集中在一点灌注。例如，将移液器头贴紧玻璃板内壁，从一端向另一端匀速移动，确保液流均匀覆盖分离胶表面，避免形成冲击涡流。

建议现配现用。如需保存，请将凝胶连同梳齿置于自封袋中，并添加适量去离子水或电泳缓冲液保持胶板湿润，置于4℃保存2-3天。

凝胶凝固后上层胶与下层胶分界线平整度稍逊于传统方法配制的胶，但对后续电泳无影响。建议在下层胶凝固前灌入上层胶，沿玻璃板壁缓慢、连续的将液流注入上层胶，避免液流直接冲击分离胶层面。

应将梳子倾斜一定角度缓慢插入，以减少气泡残留。

通常因溶液温度过低或混合后未静置除气泡导致。建议恢复至室温并静置片刻后再灌胶。

凝胶时间与环境温度影相关，温度过低会延长凝固时间。建议将混合后的溶液在室温静置5分钟平衡温度，也可按说明书用量适当增加5%-10%的促凝剂以加速凝固。

不推荐。本品缓冲体系与非变性电泳不兼容，用于非变性电泳可能导致蛋白条带异常。

灌注上层胶的时候，推荐使用1ml 移液器沿玻璃板边缘以45° 角平移注入，而非集中在一点灌注。例如，将移液器头贴紧玻璃板内壁，从一端向另一端匀速移动，确保液流均匀覆盖分离胶表面，避免形成冲击涡流。

建议现配现用。如需保存，请将凝胶连同梳齿置于自封袋中，并添加适量去离子水或电泳缓冲液保持胶板湿润，置于4℃保存2-3天。

凝胶凝固后上层胶与下层胶分界线平整度稍逊于传统方法配制的胶，但对后续电泳无影响。建议在下层胶凝固前灌入上层胶，沿玻璃板壁缓慢、连续的将液流注入上层胶，避免液流直接冲击分离胶层面。

应将梳子倾斜一定角度缓慢插入，以减少气泡残留。

通常因溶液温度过低或混合后未静置除气泡导致。建议恢复至室温并静置片刻后再灌胶。

凝胶时间与环境温度影相关，温度过低会延长凝固时间。建议将混合后的溶液在室温静置5分钟平衡温度，也可按说明书用量适当增加5%-10%的促凝剂以加速凝固。

不推荐。本品缓冲体系与非变性电泳不兼容，用于非变性电泳可能导致蛋白条带异常。

灌注上层胶的时候，推荐使用1ml 移液器沿玻璃板边缘以45° 角平移注入，而非集中在一点灌注。例如，将移液器头贴紧玻璃板内壁，从一端向另一端匀速移动，确保液流均匀覆盖分离胶表面，避免形成冲击涡流。

建议现配现用。如需保存，请将凝胶连同梳齿置于自封袋中，并添加适量去离子水或电泳缓冲液保持胶板湿润，置于4℃保存2-3天。

凝胶凝固后上层胶与下层胶分界线平整度稍逊于传统方法配制的胶，但对后续电泳无影响。建议在下层胶凝固前灌入上层胶，沿玻璃板壁缓慢、连续的将液流注入上层胶，避免液流直接冲击分离胶层面。

应将梳子倾斜一定角度缓慢插入，以减少气泡残留。

通常因溶液温度过低或混合后未静置除气泡导致。建议恢复至室温并静置片刻后再灌胶。

凝胶时间与环境温度影相关，温度过低会延长凝固时间。建议将混合后的溶液在室温静置5分钟平衡温度，也可按说明书用量适当增加5%-10%的促凝剂以加速凝固。

不推荐。本品缓冲体系与非变性电泳不兼容，用于非变性电泳可能导致蛋白条带异常。

灌注上层胶的时候，推荐使用1ml 移液器沿玻璃板边缘以45° 角平移注入，而非集中在一点灌注。例如，将移液器头贴紧玻璃板内壁，从一端向另一端匀速移动，确保液流均匀覆盖分离胶表面，避免形成冲击涡流。

建议现配现用。如需保存，请将凝胶连同梳齿置于自封袋中，并添加适量去离子水或电泳缓冲液保持胶板湿润，置于4℃保存2-3天。

凝胶凝固后上层胶与下层胶分界线平整度稍逊于传统方法配制的胶，但对后续电泳无影响。建议在下层胶凝固前灌入上层胶，沿玻璃板壁缓慢、连续的将液流注入上层胶，避免液流直接冲击分离胶层面。

应将梳子倾斜一定角度缓慢插入，以减少气泡残留。

通常因溶液温度过低或混合后未静置除气泡导致。建议恢复至室温并静置片刻后再灌胶。

可能原因：

①样品中抗原过少，建议通过SDS-PAGE或Western Blot验证蛋白表达或裂解效率,将抗原量提高至推荐用量。

②抗体与抗原结合力太弱或无法结合，建议优化Lysis/Wash Buffer，或更换结合力/特异性更强的抗体，或选择另一种识别不同表位的抗体。

③蛋白质被降解，建议加入蛋白酶抑制剂，或对温度敏感的抗原，尽量在4C或并于条件下进行实验操作。

可能原因：

①蛋白可能是包涵体没有在上清中，建议通过SDS-PAGE检测裂解液分析上清中是否含有目的蛋白，包涵体蛋白需要按照包涵体蛋白的纯化方式。

②表达量太低，建议优化表达条件。

③洗脱条件过于温和，建议延长洗脱液孵育时间，或使用强度更高的洗脱液

若抗原接近25 kDa或50 kDa，建议SDS-PAGE前请勿还原样品，抗体条带则迁移至160 kDa附近；进行蛋白免疫印迹时，选择使用不同种属来源的抗体(例如IP抗体为鼠源的,那么后续WB的抗体可以选择免源的)；改用直接法将抗体交联至磁珠。

可能原因：

①有非特异性的蛋白结合在磁珠上，建议优化漂洗液组分,例如补加50-350 mM Nacl。

②进行蛋白免疫印迹时，清洗不充分，建议增加清洗次数。

质控线（C线）显色，结果才有效。C线不显色则结果无效。检测线（T线）的显色强度与样本中His标签蛋白的浓度成反比。T线越浅蛋白浓度越高。

T线深浅与蛋白浓度成反比：显色越浅浓度越高，完全消失代表浓度极高，本品是快速定性/半定量工具，不可用于精确定量。

C线不显色通常因检测卡过期、操作有误或样本含有干扰成分。请确认有效期，按说明书重新操作，或用配套稀释液稀释样本后重测。

线色发蓝/发暗是因样本pH不合适或含有干扰化学物质，请用配套稀释液稀释后重新检测。

通常意味着无表达或表达量极低。请确保使用了正确的阴性对照（空白基质）。建议用WB或ELISA进一步验证。

正常。试纸条灵敏度可能高于考马斯亮蓝染色。T线变弱即提示有表达，需用更灵敏的方法（如WB、ELISA）确认。

原样本浓度过高，导致T线完全抑制（“白板”）。稀释后浓度进入最佳检测范围，便于观察梯度，这是正常操作。

本品检测的是His标签，而非蛋白本身。显色强度受标签数量、暴露程度及蛋白分子大小影响。因此，它适用于判断趋势，不能用于精确比较不同蛋白的绝对浓度。

不可以。

取约100 mg新鲜植物组织或20 mg干燥组织，用液氮充分研磨成粉末，避免反复冻融，否则可能导致DNA断裂或得率下降。

是正常的，立即混匀即可，沉淀不影响后续实验。

如果吸附膜呈现绿色，可向吸附柱中加入500 μL无水乙醇，离心1分钟，再进行后续步骤。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用Buffer GE，并于-20℃保存。

预防堵塞需充分研磨组织并确保转移上清时避免吸入沉淀。

（1） 样本起始投入量不要超过所用方法的起始量标准。

（2） 样品保存时要尽可能的避免反复冻融。

（3） 样本应进行充分裂解：确保组织在液氮中充分研磨，并充分涡旋混合。

（4） Buffer LP3和Buffer GW2中无水乙醇添加量不准确或漏加：应按照试剂瓶标签正确添加无水乙醇。

（5） 确保无乙醇残留：空离后将吸附柱开盖室温静置数分钟，彻底挥发乙醇。（6） 洗脱不充分： DNA 产物洗脱的时候，预热洗脱液并滴加在膜中央位置，尽可能的覆盖整个吸附膜，增加洗脱体积或者二次洗脱也可增加产量。

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：使用前请检查Buffer LP1和Buffer LP2是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，于56℃水浴孵育至重新溶解。 

2) 去除乙醇残留：吸附柱空离2分钟后将吸附柱开盖置于室温数分钟，以彻底晾干。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：核酸降解。

解决方法：

1) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

2) 优化洗脱：若采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节）。

适用于用柠檬酸盐、EDTA或肝素处理过的新鲜全血样本，不适用于加入抗凝剂的冷冻血液样本。

使用前需用无RNase水将红细胞裂解液（10×）进行10倍稀释，配制成1×工作液，置于2~8℃保存。

确保使用的是新鲜全血，而非冷冻血；裂解时可延长冰上孵育时间至20分钟，并在期间充分混匀。

可以，样品在裂解缓冲液中，可于-70℃保存一个月

1) 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2) 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3) 配制溶液应使用无RNase的水。

4) 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

如果要进行对微量DNA非常敏感的RNA实验，则用以下步骤替代步骤9：

1）向吸附柱中加入350 μL漂洗缓冲液1, 12,000 rpm离心15秒，倒掉收集管中的废液，将吸附柱重新放回收集管中。

2）配制DNase I 混合液：取70 μL DNase I反应液和10 μLDNase I储存液，轻柔混匀，配制成终体积为80 μL的混合液。

3）向吸附柱中直接加入80 μL配制好的DNase I混合液，20-30℃孵育15分钟。

4）向吸附柱中加入350 μL漂洗缓冲液1, 12,000 rpm离心15秒，倒掉收集管中的废液，将吸附柱重新放回收集管中。

1) 样本问题：样本不新鲜或反复冻融。

2) 操作问题：红细胞裂解不彻底（可延长冰上孵育时间至20分钟）、上清未彻底吸弃、裂解缓冲液中未加β-巯基乙醇。

3) 洗脱问题：洗脱缓冲液体积过小（应≥30 μL），或未室温静置1分钟。

1) 提高产量：可用30-50 μL新的洗脱缓冲液重复步骤13。

2) 提高浓度：将第一次洗脱出的溶液重新加回吸附柱中，再次离心洗脱。

适用于新鲜或冷冻的血清、血浆、淋巴液等无细胞体液。

将蛋白酶K粉末用蛋白酶K保存液溶解，使其终浓度为20 mg/mL。配制后需-20℃保存，避免反复冻融。

如有结晶或者沉淀，请将该缓冲液于56℃水浴孵育重新溶解。

不可以。

1. 样本相关问题

· 原因: 样本质量差、反复冻融。

· 解决方案:

o 尽量使用新鲜采集或妥善保存（避免反复冻融）的样本。

2. 试剂配制与预处理问题

· 原因:

o 首次使用时未向浓缩缓冲液中加入乙醇或异丙醇。

o 配制好的蛋白酶K活性降低。

o 缓冲液有结晶或沉淀未完全溶解。

· 解决方案:

o 首次使用前，务必严格按照试剂瓶标签说明，向结合缓冲液（浓缩液）中加入异丙醇，向漂洗缓冲液1和2（浓缩液）中加入无水乙醇，并混合均匀。

o 配制好的蛋白酶K应分装保存于-20℃，避免反复冻融导致失活。

o 使用前检查缓冲液，如有结晶或沉淀，需在56℃水浴中加热至重新溶解。

3. 操作流程问题

· 原因:

o 细胞裂解和蛋白消化不彻底。

o 结合或洗涤步骤中混合不充分。

o 乙醇残留影响后续洗脱效率。

· 解决方案:

o 裂解孵育期间需颠倒混匀数次以确保充分裂解。

o 加入结合缓冲液后，应剧烈震荡或充分颠倒混匀，形成均一的混合溶液。

o 在加入洗脱液之前，将吸附柱在室温静置数分钟，确保残余乙醇完全挥发。

4. 洗脱问题

· 原因:

o 洗脱体积过小。

o 洗脱液未加至吸附膜中央。

o 洗脱时间不足。

· 解决方案:

o 根据所需DNA浓度，适当增加洗脱缓冲液体积（可在20-100 μL范围内调整）。

o 确保将洗脱缓冲液滴加在吸附柱膜的中央部位。

o 加入洗脱缓冲液后，室温静置2-5分钟，让洗脱缓冲液充分浸润膜。

o 可将洗脱液预热至60℃后再使用，并进行二次洗脱。

DNA纯度低通常表明提取的DNA中含有杂质，如蛋白质、盐离子或有机溶剂（乙醇）。其A260/A280比值理想值约为1.8。

· 比值偏低 (<1.8)：通常表示有蛋白质残留。

· 比值偏高 (>2.0)：通常表示有RNA残留或胍盐等化学试剂残留。

1. 残留蛋白质污染 (导致A260/A280偏低)

· 原因:

o 蛋白酶K消化不完全或失效。

o 样本量过多，蛋白酶K不足以完全消化所有蛋白质。

· 解决方案:

o 确保配制好的蛋白酶K分装保存于-20℃，避免反复冻融导致失活。

o 检查样本量是否在试剂盒规定范围内（0.1-1 mL）。

2. 乙醇残留 (导致A260/A280比值异常并抑制下游实验)

· 原因:

o 洗涤后吸附柱干燥不彻底

· 解决方案:

o 在加入洗脱液之前，将吸附柱在室温静置数分钟，确保残余乙醇完全挥发。

3. 盐离子残留 (导致A260/A230偏低)

· 原因:

o 漂洗缓冲液中的乙醇未正确添加。

· 解决方案:

o 首次使用前，务必确认已向漂洗缓冲液1和2（浓缩液）中加入了指定体积的无水乙醇，并充分混匀。

适用于新鲜或冷冻的血清、血浆、淋巴液、尿液等无细胞体液，以及使用游离DNA保存管或尿液样本保存管保存的样本。

将蛋白酶K粉末用蛋白酶K保存液溶解，使其终浓度为20 mg/mL。配制后需-20℃保存，避免反复冻融。

如有结晶或者沉淀，请将该缓冲液于56℃水浴孵育重新溶解。

不可以。

1. 样本相关问题

· 原因: 样本质量差、反复冻融、或起始样本中游离DNA含量过低。

· 解决方案:

o 尽量使用新鲜采集或妥善保存（避免反复冻融）的样本。

o 确保样本类型符合说明书要求（血清、血浆、尿液等）。

o 如果样本量允许，可适当增加起始样本体积（最多5 mL血浆/4 mL尿液），并按比例增加蛋白酶K、稀释缓冲液和结合缓冲液的用量。

2. 试剂配制与预处理问题

· 原因:

o 首次使用时未向浓缩缓冲液中加入乙醇或异丙醇。

o 配制好的蛋白酶K活性降低。

o 缓冲液有结晶或沉淀未完全溶解。

· 解决方案:

o 首次使用前，务必严格按照试剂瓶标签说明，向结合缓冲液（浓缩液）中加入异丙醇，向漂洗缓冲液1和2（浓缩液）中加入无水乙醇，并混合均匀。

o 配制好的蛋白酶K应分装保存于-20℃，避免反复冻融导致失活。

o 使用前检查缓冲液，如有结晶或沉淀，需在56℃水浴中加热至重新溶解。

3. 操作流程问题

· 原因:

o 孵育时间或温度不足，导致细胞裂解和蛋白消化不彻底。

o 结合或洗涤步骤中混合不充分。

o 负压过高或抽吸过快，导致结合效率下降。

o 乙醇残留影响后续洗脱效率。

· 解决方案:

o 确保裂解孵育步骤在60℃下进行30分钟，期间需颠倒混匀数次以确保充分裂解。

o 加入结合缓冲液后，应剧烈震荡或充分颠倒混匀，形成均一的混合溶液。

o 使用负压装置时，应缓慢抽吸，过快过强的负压会降低DNA与膜的结合效率。

o 在加入洗脱液之前，将吸附柱在室温静置数分钟，确保残余乙醇完全挥发。

4. 洗脱问题

· 原因:

o 洗脱体积过小。

o 洗脱液未加至吸附膜中央。

o 洗脱时间不足。

· 解决方案:

o 根据所需DNA浓度，适当增加洗脱缓冲液体积（可在20-150 μL范围内调整）。

o 确保将洗脱缓冲液滴加在吸附柱膜的中央部位。

o 加入洗脱缓冲液后，室温静置至少3分钟，让洗脱缓冲液充分浸润膜。

o 可将洗脱液预热至60℃后再使用，并进行二次洗脱。