需自备康为世纪CWE240全自动核酸提取仪。

本试剂盒专为自动化流程设计，手动操作可行但需注意：

1. 需自行转移试剂，操作繁琐且耗时；

2. 得率和纯度可能略低于自动化提取。

避免样本反复冻融，确保核酸完整性；操作时需严格按说明书放置预装板，在程序暂停时准确加入异丙醇，并完整执行所有洗涤步骤

1) 预装板严禁冰冻、高速离心。冰冻、高速离心可能会对Magbeads造成不可逆的损害。

2) 检查预装板是否漏液，确保试剂完整。

是的。该试剂盒仅可与具有裂解功能的粪便样本采集保存管搭配使用，且并未提供粪便样本采集保存管。如需要，请订购粪便样本采集保存管。

该试剂盒提供了一种从微量样本中提取DNA的方法，适用于微量血液、唾液、尿液、血片、血斑、拭子、组织、毛发、指甲、烟头、骨骼、牙齿样本。

DNA产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1. 裂解缓冲液出现沉淀。解决办法：用前请先检查Buffer SL和Buffer GL是否出现沉淀，如有沉淀，可在56℃水浴几分钟重新溶解。

2. 缓冲液蒸发。解决办法：确保缓冲液密封保存，避免蒸发。

3. 漂洗过程中出现DNA损失。解决办法：Buffer GW1和Buffer GW2使用前应按试剂瓶标签加入无水乙醇。

4. 磁珠悬浮液及异丙醇-磁珠混合物混匀不充分。解决办法：Magbeads PN使用前需充分涡旋混匀；每处理6-10个样本后需补充涡旋10秒以维持溶液稳定性。

5. 样本裂解不完全。解决办法：对于骨骼、牙齿等坚硬样本，必须通过液氮或研磨器充分研磨以增大裂解表面积。同时，必须严格遵循特定的孵育条件，例如难裂解样本需56℃过夜孵育，并在蛋白酶K消化后进行70-80℃加热以彻底灭活酶并促进裂解。此外，每个涡旋步骤都应充分，确保样本完全分散在裂解液中，避免形成团块。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1. 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A2部分的解决方案。

2. 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3. 存在盐离子残留。解决办法：严格按操作顺序使用漂洗缓冲液，特别注意确保乙醇充分挥发。

4. DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260 nm处测定DNA浓度，精确控制使用量

DNA纯度偏低（A260/A280比值较低）的常见原因及解决方案：

1. 乙醇残留导致比值偏低。解决办法：洗脱前确保乙醇完全挥发。 

2. 蛋白质残留。解决办法：可重复Buffer GW1的漂洗步骤。

3. 未校正背景值造成偏差。解决办法：必须测定320 nm吸光度，并从260 nm和280 nm读数中扣除该背景值。

4. 水洗脱导致pH不稳定。解决办法：避免使用纯水洗脱，建议采用洗脱缓冲液维持稳定pH值。

Magbeads PN严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用洗脱缓冲液洗脱，并于-20℃保存。

支持，该试剂盒可与CWE2100 32通道核酸提取仪进行匹配使用。

本品在常规6×Loading Buffer中预混了SuperStain核酸染料，无需在制胶时额外添加染料，使用更便捷、更安全。

是的。SuperStain是一种大分子染料，不能穿透细胞膜，无毒性、无诱变性，比EB更安全。

按比例将DNA样品与Buffer混匀后直接上样。推荐比例：5 μL DNA + 1 μL 6×SuperStain Loading Buffer。

不需要。只需将DNA样品与本产品混匀后直接上样电泳即可。

由于染料直接与DNA结合，灵敏度更高，优于传统胶染法。

SuperStain 是一种大分子染料，不能穿透细胞膜进入细胞内，无毒性、无诱变性，使用更安全。其光谱特性与 EB 相同，无需更换成像设备即可在紫外下检测，兼具高灵敏度和稳定性。

支持胶染法和泡染法，使用灵活方便。

是的，具有良好的热稳定性，可直接加入热的琼脂糖溶液中，无需冷却。

如果总是看到条带弥散或分离不理想，建议使用泡染法染色以确认问题是否与染料有关。如果染色后问题依旧存在，则说明问题与染料无关，请尝试：选择合适的琼脂糖浓度；选用更长的凝胶；延长凝胶时间以保证边缘清晰；减少DNA上样量（推荐上样量为50-200 ng/泳道）。

Buffer RLS 如果产生沉淀，请加热使其溶解后室温放置。

1) 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2) 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3) 配制溶液应使用无RNase的水。

4) 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

正常。加入无水乙醇后，可能有少量沉淀物析出，不影响后续实验。

本试剂盒提供柱上DNase I消化功能，可有效去除基因组DNA污染。请在步骤6-7中配制并加入DNase I混合液，20-30℃孵育15分钟，即可高效清除DNA残留。

1) 对于含水量高的样本（如西瓜、西红柿），可增加至 200 mg；

2) 对于富含淀粉或成熟叶片，可增加 Buffer RLS 用量至 700 μL。

RNA提取产量低可能由多种原因导致。常见原因包括：

1) 起始样本量不足或过多、样本本身RNA含量低或保存不当反复冻融导致降解。请确保使用新鲜或正确保存的样本，并将起始量控制在推荐范围内。

2) 裂解不充分会严重影响产量，组织需在液氮中充分研磨。同时需警惕RNase污染，应全程使用无RNase耗材，操作时佩戴手套并勤换。

3) 实验操作存在问题：Buffer RLS中务必按比例添加β-巯基乙醇；Buffer RW2使用前应按试剂瓶标签加入相应体积的无水乙醇；各步骤加液后需充分混匀；最后空离后可开盖晾干确保去除乙醇残留。洗脱时使用至少30 μL RNase-Free Water，室温静置2分钟，必要时可进行二次洗脱提高产量。

1) 蛋白污染（A260/A280偏低）：裂解不充分或酚类物质残留可能导致蛋白污染。确保组织在液氮中充分研磨；裂解后充分离心取上清；Buffer RLS中务必按1mL加20 μL的比例添加β-巯基乙醇。

2) 有机溶剂或盐残留（A260/A230偏低）：漂洗步骤不彻底或乙醇残留可能导致杂质残留。严格按说明使用Buffer RW2（首次使用前需加入无水乙醇）；最后空离后可开盖晾干吸附柱，确保乙醇完全挥发。

3) 操作或耗材问题：操作中引入污染物。全程使用无RNase枪头、离心管；避免频繁开启试剂瓶。

不需要。本产品已含 1×Loading Buffer，可直接取 5 μL 上样电泳。

1) 电压：按照推荐的电泳条件（1 × TAE或TBE缓冲液，1% - 2%琼脂糖凝胶，电压4 - 8 V/cm）跑胶；

2) 琼脂糖凝胶：①建议在溶胶时使琼脂糖颗粒全部溶解，若使用微波炉加热进行溶解，可以让液体沸腾2-3次；②确保胶充分冷却凝结，30-60min为宜，如果不能及时使用，要放在TAB/TBE液体中保存；

3) 试剂保存条件：放在2-8℃保存，避免反复冻融。

兼容。若使用大分子荧光染料，建议适当减少 Marker上样量或加大染料用量。

1) 电泳缓冲液陈旧：老化的电泳缓冲液离子浓度降低，pH值上升，缓冲能力减弱，从而影响电泳效果，建议经常更换电泳缓冲液；

2) 电泳条件不当：电压过高或电泳温度过高可能引起条带扩散，建议在适宜电压下电泳；

3) 凝胶质量差以及凝胶冷却时凝固不均匀。

1) 1000 bp 条带最亮：此为正常现象。该条带含量约为150 ng（其他条带约为50 ng），旨在提供清晰的参照点。

2) 所有条带均很弱：
① 确认上样量是否为推荐的 5 μL；
② 检查琼脂糖凝胶是否均匀透明，未完全溶解的颗粒会影响DNA迁移。

3) 仅底部（小片段）条带亮：可能是DNA发生降解，请确保操作过程中无核酸酶污染，并避免反复冻融本品。 

不适用于聚丙烯酰胺凝胶电泳。

适用于动物组织、血液、哺乳动物细胞、细菌等样本的DNA提取。

支持，该试剂盒可与CWE2100 32通道核酸提取仪和CWE960 96通道核酸提取仪进行匹配使用。

Magbeads PN严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分涡旋振荡以确保均匀性。

若Buffer ATL和Buffer AL有结晶或者沉淀，请将其于56℃水浴重新溶解。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用Buffer TB洗脱，并于-20℃保存。

DNA产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1) 试剂保存不当或使用有误。 Buffer ATL或AL若出现结晶或沉淀，会显著影响裂解效率，需在56℃水浴中加热至完全溶解后再使用。同时，请确保所有缓冲液均密封保存，防止蒸发导致浓度改变。Magbeads PN磁珠在使用前务必充分涡旋使其混合均匀。

2) 样本处理或本身存在问题。 样本裂解不完全是产量低的一个主要原因。请确保组织已充分研磨，适当延长56℃的蛋白酶K消化时间，直至溶液变得清亮、无可见组织碎片。样本的储存条件也极大影响结果，应使用新鲜或妥善冻存的样本，反复冻融会严重降解DNA。同时，请确认您的样本起始量在推荐范围内。

3) 关键操作步骤执行存在偏差。 在结合步骤中，加入异丙醇和磁珠后应保证足够的孵育时间和混匀强度，确保DNA与磁珠充分结合。在洗涤和洗脱阶段，要小心操作避免吸弃上清时意外吸走磁珠。干燥步骤需要格外留意：乙醇洗涤后，磁珠应室温干燥至其表面变为哑黑色、无光泽的状态即可。过度干燥会使DNA难以重悬，导致洗脱效率急剧下降。洗脱时，使用推荐体积的Buffer TB或水，并在56℃下孵育10分钟，可以最大化地将DNA从磁珠上洗脱下来。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1) 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A6部分的解决方案。

2) 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3) 存在盐离子残留。解决办法：严格按说明书操作顺序加入漂洗缓冲液。 

4) DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260 nm处测定DNA浓度，精确控制使用量

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：使用前请检查 Buffer ATL和AL是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，请将其于56℃水浴孵育重新溶解。 

2) 去除乙醇残留：漂洗步骤完成后将离心管固定于磁力架上室温静置3-5分钟使乙醇充分挥发。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：核酸降解。

解决方法：

1) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

2) 优化洗脱：若采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节）。

支持。CW2528S适配 CWE2100 和 CWE960 全自动核酸提取仪。

严禁冷冻或高速离心，否则可能导致磁珠不可逆损坏。使用前需充分混匀，避免沉淀。

在 Buffer PLS 中加入 β-巯基乙醇，使其终浓度为 5%，可有效改善提取效果。

洗脱后可能有少量磁珠残留，不影响PCR、测序等下游应用，但可能影响吸光度读数。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用Buffer TB洗脱，并于-20℃保存。

DNA产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1) 试剂保存或使用不当。 Buffer GW1使用前应按试剂瓶标签向其中加入指定用量的无水乙醇。同时，请确保所有缓冲液均密封保存，防止蒸发导致浓度改变。Magbeads PN磁珠在使用前务必充分涡旋或颠倒混匀，使其充分重悬。

2) 样本处理或本身存在问题。 样本裂解不完全是产量低的一个主要原因。请确保植物组织已通过液氮研磨或组织破碎仪充分破碎为细粉。对于多糖多酚含量高的植物，请在Buffer PLS中加入β-巯基乙醇至终浓度5%以改善裂解效果。同时，样本的质量和储存条件也极大影响结果，应使用新鲜或妥善保存的样本，反复冻融会严重降解DNA。请确认您的样本起始量在推荐范围内。

3) 关键操作步骤执行存在偏差。

o 结合步骤： 加入Buffer ZB和磁珠后，应充分颠倒混匀30秒，并室温静置5分钟，其间颠倒混匀数次，确保DNA与磁珠充分结合。

o 洗涤步骤： 在漂洗阶段，要小心操作避免吸弃上清时意外吸走磁珠。

o 干燥步骤： 乙醇洗涤后，磁珠应室温干燥5-10分钟，直至无乙醇气味，但应避免过度干燥，否则会导致DNA洗脱效率下降。

o 洗脱步骤： 使用100 μL Buffer TB，并在65℃下震荡孵育10分钟，以确保DNA充分洗脱。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1) 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A6部分的解决方案。

2) 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3) 存在盐离子残留。解决办法：严格按说明书操作顺序加入Buffer GW1和75%无水乙醇。 

4) DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260 nm处测定DNA浓度，精确控制使用量

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：确保植物组织已通过液氮研磨或组织破碎仪充分破碎为细粉。 

2) 去除乙醇残留：漂洗步骤完成后将离心管固定于磁力架上室温静置5-10分钟使乙醇充分挥发。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：核酸降解。

解决方法：

1) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

2) 优化洗脱：若采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节）。

可使用以下配套产品：

1) CW3048：CWSeq Universal DirectFast DNA Library Prep Kit

2) CW3047：CWSeq Super HiFi Amplification Mix for NGS

3) CW3360：SuperStar Universal SYBR Master Mix-SYBR

 CW2514S是一款专门用于从口腔拭子中提取基因组DNA的试剂盒，适用于干燥或保护液保存的样本。

Magbeads PN严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。

可使用56℃水浴锅替代，每隔5分钟涡旋震荡10秒，以确保充分裂解和混合。

支持，本试剂盒可与KingFisher Duo、KingFisher Flex等自动化磁珠提取系统匹配使用。

使用废液抽吸系统时，需将负压调至较低，缓慢吸液；使用多通道移液器时避免枪头接触孔底磁珠。

可尝试用移液器吹吸混匀，或调整震荡频率，确保磁珠始终处于悬浮状态。

可能原因包括：

1) Magbeads PN未充分混匀。解决办法：Magbeads PN使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。处理多个样本时，应每隔几个样本重新混匀一次，防止磁珠沉降。

2) 洗脱效率不足。解决办法：适当增加洗脱体积或延长洗脱时间，并确保在56℃条件下进行振荡洗脱。

3) 磁珠在晾干过程中过度干燥。解决办法：乙醇挥发（晾干）时间不宜过长。待管壁液体挥发后，观察到磁珠表面由湿润反光变为哑光、且无干裂状时即可。

4) 漂洗液配制错误。解决办法：Buffer GW1和Buffer GW2第一次使用前应按照试剂瓶标签的说明加入相应体积的无水乙醇并做好标记。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1) 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A7部分的解决办法。

2) 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3) 存在盐离子残留。解决办法：严格按说明书操作顺序加入漂洗缓冲液，漂洗完成后确保乙醇完全挥发。 

DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260 nm处测定DNA浓度，精确控

样品应避免反复冻融，否则会导致DNA片段较小且提取量下降。

将其置于56℃水浴中加热直至结晶或沉淀完全溶解。

1) 组织量过多。解决：确保组织的起始量不要超出推荐范围（0.4-0.6 cm）。

2) 消化不完全。解决：延长56℃消化时间直至溶液完全澄清，必要时补加20 μL Proteinase K。

3) 省略离心步骤（未去不溶物）、一次性上样量过大或离心力不足。解决：分次上样；确保离心机转速达12,000 rpm；彻底弃除步骤4中的沉淀。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用洗脱缓冲液，并于-20℃保存。

是正常现象，不会影响后续实验。

不可以。

如需去除RNA，可在56℃消化完成后加入4 μL 100 mg/mL 的RNase A溶液（货号：CW0601S），震荡混匀，室温放置5-10分钟。

1) 应尽可能选择新鲜的样本；

2) 样本起始投入量不要超过所用方法的起始量标准；

3) 样品保存时要尽可能的避免反复冻融；

4) 样本应进行充分裂解：样本应充分研磨；延长56℃消化时间；必要时可额外添加20 μL Proteinase K；

5) Buffer GW1和Buffer GW2中无水乙醇添加量不准确或漏加，应按照试剂瓶标签正确添加无水乙醇；

6) 洗脱不充分： DNA 产物洗脱的时候，预热洗脱液并滴加在膜中央位置，尽可能的覆盖整个吸附膜，增加洗脱体积或者二次洗脱也可增加产量。

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：使用前请检查Buffer GL是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，请将其置于56℃水浴重新溶解。 

2) 去除乙醇残留：吸附柱空离2分钟后将吸附柱开盖置于室温数分钟，以彻底晾干。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：RNA残留或核酸降解。

解决方法：

1) 可在消化完成后加入4 μL RNase A（100 mg/mL）溶液，震荡混匀，室温放置5-10分钟。RNase A本试剂盒并未提供，如需要可单独向本公司订购，货号：CW0601S。

2) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

3) 优化洗脱：若采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节）。

兼容。若使用大分子荧光染料，建议适当减少 Marker上样量或加大染料用量。

1) 电泳缓冲液陈旧：老化的电泳缓冲液离子浓度降低，pH值上升，缓冲能力减弱，从而影响电泳效果，建议经常更换电泳缓冲液；

2) 电泳条件不当：电压过高或电泳温度过高可能引起条带扩散，建议在适宜电压下电泳；

3) 凝胶质量差以及凝胶冷却时凝固不均匀。

1) 750 bp 条带最亮：此为正常现象。该条带含量约为150 ng（其他条带约为50 ng），旨在提供清晰的参照点。

2) 所有条带均很弱：
① 确认上样量是否为推荐的 5 μL；
② 检查琼脂糖凝胶是否均匀透明，未完全溶解的颗粒会影响DNA迁移。

3) 仅底部（小片段）条带亮：可能是DNA发生降解，请确保操作过程中无核酸酶污染，并避免反复冻融本品。 

不适用于聚丙烯酰胺凝胶电泳。

不需要。本产品已含 1×Loading Buffer，可直接取 5 μL 上样电泳。

1) 电压：按照推荐的电泳条件（1 × TAE或TBE缓冲液，1% - 2%琼脂糖凝胶，电压4 - 8 V/cm）跑胶；

2) 琼脂糖凝胶：①建议在溶胶时使琼脂糖颗粒全部溶解，若使用微波炉加热进行溶解，可以让液体沸腾2-3次；②确保胶充分冷却凝结，30-60min为宜，如果不能及时使用，要放在TAB/TBE液体中保存；

3) 试剂保存条件：放在2-8℃保存，避免反复冻融。

适用于从动物细胞及组织中高效提取总RNA。

1) 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2) 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3) 配制溶液应使用无RNase的水。

4) 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

正常。加入无水乙醇后，可能有少量沉淀物析出，不影响后续实验。

1) 样本投入量过多。解决办法：减少样本投入量，DNA/RNA含量丰富的特殊样本（肝、脾及肾脏等），请勿超过10 mg，过量的样本投入量反而会降低得率和纯度。

2) 样本研磨或匀浆不充分。解决办法：增加样本研磨或匀浆时间；将裂解样本先12,000 rpm离心5 min，部分样本离心后表面可能有脂质层，转移上清液时请注意。

3) 样本富含肌纤维。解决办法：肌肉、心脏、皮肤和一些低等生物等富含肌纤维的样本，应采用液氮研磨方式，加大研磨程度。

4) 裂解液粘稠。解决办法：增大裂解液体积。

5) 样本复杂。解决办法：高脂肪、高纤维、高蛋白、多糖类、多杂质等复杂样本使用操作步骤（常规），并减少投入量。

1) 投入量过多或过少。解决办法：增加投入量，组织请勿超过20 mg，细胞请勿超过5× 10⁶个，过量的样本投入量反而会降低得率和纯度。

2) 样本保存不当。解决办法：内源性RNase、反复冻融或保存温度不合适，导致RNA降解，应采用新鲜或-80℃未冻融的样本。

3) 样本处理不当，组织研磨或匀浆不充分。解决办法：增加样本研磨或匀浆时间；加大裂解液体积和裂解时间。

4) 结合环境不够。解决办法：增加结合时乙醇用量，快速法可从0.5倍无水乙醇最高增加到1倍无水乙醇，常规法1倍70%乙醇最高增加到2倍70%乙醇。

5) 乙醇残留。解决办法：进行空离2 min，将吸附柱置于室温数分钟以彻底晾干，小心从收集管上取下吸附柱，避免接触乙醇。

6) 洗脱不充分。解决办法：可将洗脱液在65℃提前预热，滴加至吸附膜中间部位后，室温静置2 - 5 min；或者离心后进行二次洗脱。

1) 投入量过多或过少。解决办法：RNA浓度低会造成测量的纯度低，可以增加投入量，组织请勿超过20 mg，细胞请勿超过5 × 10⁶个，过量的样本投入量反而会降低得率和纯度。

2) 盐离子残留。解决办法：进行Buffer RW2漂洗两次；加入Buffer RW2时可沿吸附柱管壁四周加入；加入Buffer RW2后，颠倒混匀2 - 3次；加入Buffer RW2后，静置5 min，然后离心。

3) 乙醇残留。解决办法：进行空离2 min，将吸附柱置于室温数分钟以彻底晾干，小心从收集管上取下吸附柱，避免接触乙醇。

不同样本DNA/RNA含量相差大，投入量请勿超过20 mg组织和5 × 10⁶细胞；肝、脾和肾DNA含量丰富，请勿超过10 mg。若需进一步去除gDNA残留，可使用DNase I进行消化。

1) 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2) 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3) 配制溶液应使用无RNase的水。

 正常。加入Buffer PA后，可能会出现沉淀物或絮状物，不影响后续实验。

本试剂盒可除去大部分DNA污染，无需DNase I消化即可用于下游实验，但不同的样本或样本的不同投入量核酸含量差异较大，若下游实验对RNA纯度要求比较严格，可选择性的进行DNase I消化，DNase I（CW2090S）需自行购买。

1) Buffer ESL：适用于普通植物（如小麦、拟南芥、油菜、豌豆的幼嫩叶片、根茎）及水果果肉（如草莓、苹果、西红柿、香蕉）。

2) Buffer RSL：适用于富含多糖多酚的植物组织（如松针、银杏叶、大豆种子、土豆、红薯）及真菌。

3) 若不明确样本类型，推荐优先尝试 Buffer RSL。

1) 淀粉含量高的植物组织（如土豆块茎、红薯块茎等）会与裂解液反应产生胶状物质，且裂解时间越长，胶状物质越多，因此样本裂解后应尽快离心取上清加入到gDNA-Filter Columns with Collection Tubes中；取上清时需避免吸取到胶状物质，以免造成gDNA- Filter Columns with Collection Tubes堵塞。

2) 若裂解液过于粘稠，可补加 600 μL 裂解液（Buffer RSL/ESL）和 10 μL Proteinase K，并涡旋混匀，下次提取时减少样本量（30–50 mg）

1) 样本未充分研磨或裂解不完全；

2) 裂解液选择不当；

3) Buffer RW2使用前未按试剂瓶标签的说明加入对应量的无水乙醇；

4) Buffer PA 加入比例不合适（水果样本建议加0.5倍体积）；

5) 洗脱液体积过小（建议不少于30 μL）；

6) 乙醇残留未彻底晾干。

1) 可用 65℃预热的RNase-Free Water 进行洗脱；

2) 将第一次洗脱液重新加回吸附柱中再次离心洗脱；

3) 适当增加样本量（但需避免超出推荐范围）。

1) 蛋白污染（A260/A280偏低）：裂解不充分或酚类物质残留可能导致蛋白污染。确保组织在液氮中充分研磨；裂解后充分离心取上清；根据样本类型选择合适的裂解液。

2) 有机溶剂或盐残留（A260/A230偏低）：漂洗步骤不彻底或乙醇残留可能导致杂质残留。严格按说明使用Buffer RW2（首次使用前需加入无水乙醇）；最后空离后可开盖晾干吸附柱，确保乙醇完全挥发。

3) 操作或耗材问题：操作中引入污染物。全程使用无RNase枪头、离心管；避免频繁开启试剂瓶。

可用 500 μL无水乙醇 额外漂洗一次，再进行离心晾干。

此为正常现象。将 Buffer GSL 置于37℃水浴中溶解，摇匀后即可使用，不影响效果。

不是。对于简单植物样本，破碎后震荡混匀，室温放置10分钟即可，无需加热。复杂样本建议70℃加热孵育10分钟。

可在样本前处理步骤中加入 5% β-巯基乙醇，可有效提升得率。

若柱膜有明显的颜色残留可利用500 μL无水乙醇漂洗一次，再进行后续步骤。

 正常。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用Buffer TB，并于-20℃保存。

需确保植物组织经液氮或组织破碎仪充分破碎，加入Buffer PSS后充分混匀，离心后小心吸取上清液避免吸入沉淀，对多糖多酚含量高的复杂样本应适当减少起始用量。

（1） 样本起始投入量不要超过所用方法的起始量标准；

（2） 样品保存时要尽可能的避免反复冻融；

（3） 样本应进行充分裂解：确保组织在液氮或组织破碎仪中充分破碎，并充分涡旋混合。

（4） Buffer CW1和Buffer GW2中无水乙醇添加量不准确或漏加：应按照试剂瓶标签正确添加无水乙醇。

（5） 确保无乙醇残留：空离后将吸附柱开盖室温静置数分钟，彻底挥发乙醇。（6） 洗脱不充分： DNA 产物洗脱的时候，预热洗脱液并滴加在膜中央位置，尽可能的覆盖整个吸附膜，增加洗脱体积或者二次洗脱也可增加产量。

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：使用前请检查Buffer GSL是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，于56℃水浴孵育至重新溶解。 

2) 去除乙醇残留：吸附柱空离2分钟后将吸附柱开盖置于室温数分钟，以彻底晾干。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：核酸降解。

解决方法：

1) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

2) 优化洗脱：若采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节）。

适用于从动物细胞及组织中高效提取总RNA。

1) 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2) 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3) 配制溶液应使用无RNase的水。

4) 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

本试剂盒提供柱上DNase I消化功能，可有效去除基因组DNA污染。请在步骤7-9中配制并加入DNase I混合液，20-30℃孵育15分钟，即可高效清除DNA残留。

正常。加入无水乙醇后，可能有少量沉淀物析出，不影响后续实验。

RNA提取产量低可能由多种原因导致。常见原因包括：

1) 起始样本量不足或过多、样本本身RNA含量低或保存不当反复冻融导致降解。请确保使用新鲜或正确保存的样本，并将起始量控制在推荐范围内。

2) 裂解不充分会严重影响产量，组织需在液氮中充分研磨，细胞应反复吹打，使其充分裂解。同时需警惕RNase污染，应全程使用无RNase耗材，操作时佩戴手套并勤换。

3) 实验操作存在问题：Buffer RL中务必按比例添加β-巯基乙醇；Buffer RW2使用前应按试剂瓶标签加入相应体积的无水乙醇；各步骤加液后需充分混匀；最后空离后开盖晾干确保去除乙醇残留。洗脱时使用至少30 μL RNase-Free Water，室温静置1-2分钟，必要时可进行二次洗脱提高产量。

1) 蛋白污染（A260/A280偏低）：裂解不充分或酚类物质残留可能导致蛋白污染。确保组织在液氮中充分研磨，细胞完全分散在Buffer RL中；裂解后充分离心取上清；Buffer RL中务必按1mL加10 μL的比例添加β-巯基乙醇。

2) 有机溶剂或盐残留（A260/A230偏低）：漂洗步骤不彻底或乙醇残留可能导致杂质残留。严格按说明使用Buffer RW2（首次使用前需加入无水乙醇）；最后空离后开盖晾干吸附柱2-3分钟，确保乙醇完全挥发。

3) 样本类型特殊：脂肪组织或脑组织等样本中可能含大量有机物。建议减少起始样本量。

4) 操作或耗材问题：操作中引入污染物。全程使用无RNase枪头、离心管；避免频繁开启试剂瓶。

若Buffer GP1和Buffer GP2出现结晶或沉淀，可将其置于65℃水浴至重新溶解。

如果下游实验对RNA污染比较敏感，可以在加入Buffer GP1孵育后，加入4 μL DNase-Free的RNase A（100 mg/ml），RNase A本试剂盒并未提供，如需要可单独向本公司订购，货号：CW0601S。

Buffer GP1 需预热至65℃，并加入β-巯基乙醇（终浓度0.1%）。裂解时需充分颠倒混匀，确保组织完全裂解。

若上样液粘稠，可分次加入吸附柱离心。避免吸入步骤3中的下层有机相或沉淀。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用Buffer GE，并于-20℃保存。

（1） 样本起始投入量不要超过所用方法的起始量标准；

（2） 样品保存时要尽可能的避免反复冻融；

（3） 样本应进行充分裂解：确保组织在液氮中充分研磨，并充分涡旋混合。

（4） Buffer GW1和Buffer GW2中无水乙醇添加量不准确或漏加：应按照试剂瓶标签正确添加无水乙醇；

（5） 确保无乙醇残留：空离后将吸附柱开盖室温静置数分钟，彻底挥发乙醇。（6） 洗脱不充分： DNA 产物洗脱的时候，预热洗脱液并滴加在膜中央位置，尽可能的覆盖整个吸附膜，增加洗脱体积或者二次洗脱也可增加产量。

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：使用前请检查裂Buffer GP1和Buffer GP2是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，于56℃水浴孵育至重新溶解。 

2) 去除乙醇残留：吸附柱空离2分钟后将吸附柱开盖置于室温数分钟，以彻底晾干。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：核酸降解。

解决方法：

1) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

2) 优化洗脱：若采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节）。

凝胶时间与环境温度影相关，温度过低会延长凝固时间。建议将混合后的溶液在室温静置5分钟平衡温度，也可按说明书用量适当增加5%-10%的促凝剂以加速凝固。

不推荐。本品缓冲体系与非变性电泳不兼容，用于非变性电泳可能导致蛋白条带异常。

灌注上层胶的时候，推荐使用1ml 移液器沿玻璃板边缘以45° 角平移注入，而非集中在一点灌注。例如，将移液器头贴紧玻璃板内壁，从一端向另一端匀速移动，确保液流均匀覆盖分离胶表面，避免形成冲击涡流。

建议现配现用。如需保存，请将凝胶连同梳齿置于自封袋中，并添加适量去离子水或电泳缓冲液保持胶板湿润，置于4℃保存2-3天。

凝胶凝固后上层胶与下层胶分界线平整度稍逊于传统方法配制的胶，但对后续电泳无影响。建议在下层胶凝固前灌入上层胶，沿玻璃板壁缓慢、连续的将液流注入上层胶，避免液流直接冲击分离胶层面。

应将梳子倾斜一定角度缓慢插入，以减少气泡残留。

通常因溶液温度过低或混合后未静置除气泡导致。建议恢复至室温并静置片刻后再灌胶。

凝胶时间与环境温度影相关，温度过低会延长凝固时间。建议将混合后的溶液在室温静置5分钟平衡温度，也可按说明书用量适当增加5%-10%的促凝剂以加速凝固。

不推荐。本品缓冲体系与非变性电泳不兼容，用于非变性电泳可能导致蛋白条带异常。

灌注上层胶的时候，推荐使用1ml 移液器沿玻璃板边缘以45° 角平移注入，而非集中在一点灌注。例如，将移液器头贴紧玻璃板内壁，从一端向另一端匀速移动，确保液流均匀覆盖分离胶表面，避免形成冲击涡流。

建议现配现用。如需保存，请将凝胶连同梳齿置于自封袋中，并添加适量去离子水或电泳缓冲液保持胶板湿润，置于4℃保存2-3天。

凝胶凝固后上层胶与下层胶分界线平整度稍逊于传统方法配制的胶，但对后续电泳无影响。建议在下层胶凝固前灌入上层胶，沿玻璃板壁缓慢、连续的将液流注入上层胶，避免液流直接冲击分离胶层面。

应将梳子倾斜一定角度缓慢插入，以减少气泡残留。

通常因溶液温度过低或混合后未静置除气泡导致。建议恢复至室温并静置片刻后再灌胶。

凝胶时间与环境温度影相关，温度过低会延长凝固时间。建议将混合后的溶液在室温静置5分钟平衡温度，也可按说明书用量适当增加5%-10%的促凝剂以加速凝固。

不推荐。本品缓冲体系与非变性电泳不兼容，用于非变性电泳可能导致蛋白条带异常。

灌注上层胶的时候，推荐使用1ml 移液器沿玻璃板边缘以45° 角平移注入，而非集中在一点灌注。例如，将移液器头贴紧玻璃板内壁，从一端向另一端匀速移动，确保液流均匀覆盖分离胶表面，避免形成冲击涡流。

建议现配现用。如需保存，请将凝胶连同梳齿置于自封袋中，并添加适量去离子水或电泳缓冲液保持胶板湿润，置于4℃保存2-3天。

凝胶凝固后上层胶与下层胶分界线平整度稍逊于传统方法配制的胶，但对后续电泳无影响。建议在下层胶凝固前灌入上层胶，沿玻璃板壁缓慢、连续的将液流注入上层胶，避免液流直接冲击分离胶层面。

应将梳子倾斜一定角度缓慢插入，以减少气泡残留。

通常因溶液温度过低或混合后未静置除气泡导致。建议恢复至室温并静置片刻后再灌胶。

凝胶时间与环境温度影相关，温度过低会延长凝固时间。建议将混合后的溶液在室温静置5分钟平衡温度，也可按说明书用量适当增加5%-10%的促凝剂以加速凝固。

不推荐。本品缓冲体系与非变性电泳不兼容，用于非变性电泳可能导致蛋白条带异常。

灌注上层胶的时候，推荐使用1ml 移液器沿玻璃板边缘以45° 角平移注入，而非集中在一点灌注。例如，将移液器头贴紧玻璃板内壁，从一端向另一端匀速移动，确保液流均匀覆盖分离胶表面，避免形成冲击涡流。

建议现配现用。如需保存，请将凝胶连同梳齿置于自封袋中，并添加适量去离子水或电泳缓冲液保持胶板湿润，置于4℃保存2-3天。

凝胶凝固后上层胶与下层胶分界线平整度稍逊于传统方法配制的胶，但对后续电泳无影响。建议在下层胶凝固前灌入上层胶，沿玻璃板壁缓慢、连续的将液流注入上层胶，避免液流直接冲击分离胶层面。

应将梳子倾斜一定角度缓慢插入，以减少气泡残留。

通常因溶液温度过低或混合后未静置除气泡导致。建议恢复至室温并静置片刻后再灌胶。

凝胶时间与环境温度影相关，温度过低会延长凝固时间。建议将混合后的溶液在室温静置5分钟平衡温度，也可按说明书用量适当增加5%-10%的促凝剂以加速凝固。

不推荐。本品缓冲体系与非变性电泳不兼容，用于非变性电泳可能导致蛋白条带异常。

灌注上层胶的时候，推荐使用1ml 移液器沿玻璃板边缘以45° 角平移注入，而非集中在一点灌注。例如，将移液器头贴紧玻璃板内壁，从一端向另一端匀速移动，确保液流均匀覆盖分离胶表面，避免形成冲击涡流。

建议现配现用。如需保存，请将凝胶连同梳齿置于自封袋中，并添加适量去离子水或电泳缓冲液保持胶板湿润，置于4℃保存2-3天。

凝胶凝固后上层胶与下层胶分界线平整度稍逊于传统方法配制的胶，但对后续电泳无影响。建议在下层胶凝固前灌入上层胶，沿玻璃板壁缓慢、连续的将液流注入上层胶，避免液流直接冲击分离胶层面。

应将梳子倾斜一定角度缓慢插入，以减少气泡残留。

通常因溶液温度过低或混合后未静置除气泡导致。建议恢复至室温并静置片刻后再灌胶。

本品为优化的Bradford试剂盒，相比常规Bradford定量试剂盒具有更优的去垢剂（如SDS、Triton）耐受性；相比BCA试剂盒具有更快的检测速度（2分钟），但BCA定量灵敏度通常更高。

如果样本浓度太高，需要预先做稀释，建议通过预实验确定样本稀释范围。如果浓度过低，可尝试浓缩样本，或使用灵敏度更高的检测方法（如微量BCA试剂盒CW2011S）

主要原因是加样量不准确，建议校准移液器并规范操作，必要时可剔除偏差较大的点重新拟合曲线。

①试剂在低温条件或长期保存出现沉淀时，请上下翻转混匀溶解；

②建议每次测定蛋白样品浓度时，都须绘制标准曲线，以获得准确数据；

③BSA蛋白标准（BSA Standard Solution）请在全部溶解并混匀后使用；

④染色液（Bradford Protein Assay Reagent）需要恢复到室温再使用，有利于提高检测的灵敏度；

⑤使用Bradford法蛋白定量时，被检测的肽或蛋白质的分子量须大于3 KD，低于此分子量的 肽或蛋白质无法检测。

可能原因：

①样品中抗原过少，建议通过SDS-PAGE或Western Blot验证蛋白表达或裂解效率,将抗原量提高至推荐用量。

②抗体与抗原结合力太弱或无法结合，建议优化Lysis/Wash Buffer，或更换结合力/特异性更强的抗体，或选择另一种识别不同表位的抗体。

③蛋白质被降解，建议加入蛋白酶抑制剂，或对温度敏感的抗原，尽量在4C或并于条件下进行实验操作。

可能原因：

①蛋白可能是包涵体没有在上清中，建议通过SDS-PAGE检测裂解液分析上清中是否含有目的蛋白，包涵体蛋白需要按照包涵体蛋白的纯化方式。

②表达量太低，建议优化表达条件。

③洗脱条件过于温和，建议延长洗脱液孵育时间，或使用强度更高的洗脱液

若抗原接近25 kDa或50 kDa，建议SDS-PAGE前请勿还原样品，抗体条带则迁移至160 kDa附近；进行蛋白免疫印迹时，选择使用不同种属来源的抗体(例如IP抗体为鼠源的,那么后续WB的抗体可以选择免源的)；改用直接法将抗体交联至磁珠。

可能原因：

①有非特异性的蛋白结合在磁珠上，建议优化漂洗液组分,例如补加50-350 mM Nacl。

②进行蛋白免疫印迹时，清洗不充分，建议增加清洗次数。

质控线（C线）显色，结果才有效。C线不显色则结果无效。检测线（T线）的显色强度与样本中His标签蛋白的浓度成反比。T线越浅蛋白浓度越高。

T线深浅与蛋白浓度成反比：显色越浅浓度越高，完全消失代表浓度极高，本品是快速定性/半定量工具，不可用于精确定量。

C线不显色通常因检测卡过期、操作有误或样本含有干扰成分。请确认有效期，按说明书重新操作，或用配套稀释液稀释样本后重测。

线色发蓝/发暗是因样本pH不合适或含有干扰化学物质，请用配套稀释液稀释后重新检测。

通常意味着无表达或表达量极低。请确保使用了正确的阴性对照（空白基质）。建议用WB或ELISA进一步验证。

正常。试纸条灵敏度可能高于考马斯亮蓝染色。T线变弱即提示有表达，需用更灵敏的方法（如WB、ELISA）确认。

原样本浓度过高，导致T线完全抑制（“白板”）。稀释后浓度进入最佳检测范围，便于观察梯度，这是正常操作。

本品检测的是His标签，而非蛋白本身。显色强度受标签数量、暴露程度及蛋白分子大小影响。因此，它适用于判断趋势，不能用于精确比较不同蛋白的绝对浓度。

不可以。

取约100 mg新鲜植物组织或20 mg干燥组织，用液氮充分研磨成粉末，避免反复冻融，否则可能导致DNA断裂或得率下降。

是正常的，立即混匀即可，沉淀不影响后续实验。

如果吸附膜呈现绿色，可向吸附柱中加入500 μL无水乙醇，离心1分钟，再进行后续步骤。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用Buffer GE，并于-20℃保存。

预防堵塞需充分研磨组织并确保转移上清时避免吸入沉淀。

（1） 样本起始投入量不要超过所用方法的起始量标准。

（2） 样品保存时要尽可能的避免反复冻融。

（3） 样本应进行充分裂解：确保组织在液氮中充分研磨，并充分涡旋混合。

（4） Buffer LP3和Buffer GW2中无水乙醇添加量不准确或漏加：应按照试剂瓶标签正确添加无水乙醇。

（5） 确保无乙醇残留：空离后将吸附柱开盖室温静置数分钟，彻底挥发乙醇。（6） 洗脱不充分： DNA 产物洗脱的时候，预热洗脱液并滴加在膜中央位置，尽可能的覆盖整个吸附膜，增加洗脱体积或者二次洗脱也可增加产量。

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：使用前请检查Buffer LP1和Buffer LP2是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，于56℃水浴孵育至重新溶解。 

2) 去除乙醇残留：吸附柱空离2分钟后将吸附柱开盖置于室温数分钟，以彻底晾干。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：核酸降解。

解决方法：

1) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

2) 优化洗脱：若采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节）。

适用于用柠檬酸盐、EDTA或肝素处理过的新鲜全血样本，不适用于加入抗凝剂的冷冻血液样本。

使用前需用无RNase水将红细胞裂解液（10×）进行10倍稀释，配制成1×工作液，置于2~8℃保存。

确保使用的是新鲜全血，而非冷冻血；裂解时可延长冰上孵育时间至20分钟，并在期间充分混匀。

可以，样品在裂解缓冲液中，可于-70℃保存一个月

1) 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2) 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3) 配制溶液应使用无RNase的水。

4) 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

如果要进行对微量DNA非常敏感的RNA实验，则用以下步骤替代步骤9：

1）向吸附柱中加入350 μL漂洗缓冲液1, 12,000 rpm离心15秒，倒掉收集管中的废液，将吸附柱重新放回收集管中。

2）配制DNase I 混合液：取70 μL DNase I反应液和10 μLDNase I储存液，轻柔混匀，配制成终体积为80 μL的混合液。

3）向吸附柱中直接加入80 μL配制好的DNase I混合液，20-30℃孵育15分钟。

4）向吸附柱中加入350 μL漂洗缓冲液1, 12,000 rpm离心15秒，倒掉收集管中的废液，将吸附柱重新放回收集管中。

1) 样本问题：样本不新鲜或反复冻融。

2) 操作问题：红细胞裂解不彻底（可延长冰上孵育时间至20分钟）、上清未彻底吸弃、裂解缓冲液中未加β-巯基乙醇。

3) 洗脱问题：洗脱缓冲液体积过小（应≥30 μL），或未室温静置1分钟。

1) 提高产量：可用30-50 μL新的洗脱缓冲液重复步骤13。

2) 提高浓度：将第一次洗脱出的溶液重新加回吸附柱中，再次离心洗脱。

适用于新鲜或冷冻的血清、血浆、淋巴液等无细胞体液。

将蛋白酶K粉末用蛋白酶K保存液溶解，使其终浓度为20 mg/mL。配制后需-20℃保存，避免反复冻融。

如有结晶或者沉淀，请将该缓冲液于56℃水浴孵育重新溶解。

不可以。

1. 样本相关问题

· 原因: 样本质量差、反复冻融。

· 解决方案:

o 尽量使用新鲜采集或妥善保存（避免反复冻融）的样本。

2. 试剂配制与预处理问题

· 原因:

o 首次使用时未向浓缩缓冲液中加入乙醇或异丙醇。

o 配制好的蛋白酶K活性降低。

o 缓冲液有结晶或沉淀未完全溶解。

· 解决方案:

o 首次使用前，务必严格按照试剂瓶标签说明，向结合缓冲液（浓缩液）中加入异丙醇，向漂洗缓冲液1和2（浓缩液）中加入无水乙醇，并混合均匀。

o 配制好的蛋白酶K应分装保存于-20℃，避免反复冻融导致失活。

o 使用前检查缓冲液，如有结晶或沉淀，需在56℃水浴中加热至重新溶解。

3. 操作流程问题

· 原因:

o 细胞裂解和蛋白消化不彻底。

o 结合或洗涤步骤中混合不充分。

o 乙醇残留影响后续洗脱效率。

· 解决方案:

o 裂解孵育期间需颠倒混匀数次以确保充分裂解。

o 加入结合缓冲液后，应剧烈震荡或充分颠倒混匀，形成均一的混合溶液。

o 在加入洗脱液之前，将吸附柱在室温静置数分钟，确保残余乙醇完全挥发。

4. 洗脱问题

· 原因:

o 洗脱体积过小。

o 洗脱液未加至吸附膜中央。

o 洗脱时间不足。

· 解决方案:

o 根据所需DNA浓度，适当增加洗脱缓冲液体积（可在20-100 μL范围内调整）。

o 确保将洗脱缓冲液滴加在吸附柱膜的中央部位。

o 加入洗脱缓冲液后，室温静置2-5分钟，让洗脱缓冲液充分浸润膜。

o 可将洗脱液预热至60℃后再使用，并进行二次洗脱。

DNA纯度低通常表明提取的DNA中含有杂质，如蛋白质、盐离子或有机溶剂（乙醇）。其A260/A280比值理想值约为1.8。

· 比值偏低 (<1.8)：通常表示有蛋白质残留。

· 比值偏高 (>2.0)：通常表示有RNA残留或胍盐等化学试剂残留。

1. 残留蛋白质污染 (导致A260/A280偏低)

· 原因:

o 蛋白酶K消化不完全或失效。

o 样本量过多，蛋白酶K不足以完全消化所有蛋白质。

· 解决方案:

o 确保配制好的蛋白酶K分装保存于-20℃，避免反复冻融导致失活。

o 检查样本量是否在试剂盒规定范围内（0.1-1 mL）。

2. 乙醇残留 (导致A260/A280比值异常并抑制下游实验)

· 原因:

o 洗涤后吸附柱干燥不彻底

· 解决方案:

o 在加入洗脱液之前，将吸附柱在室温静置数分钟，确保残余乙醇完全挥发。

3. 盐离子残留 (导致A260/A230偏低)

· 原因:

o 漂洗缓冲液中的乙醇未正确添加。

· 解决方案:

o 首次使用前，务必确认已向漂洗缓冲液1和2（浓缩液）中加入了指定体积的无水乙醇，并充分混匀。

适用于新鲜或冷冻的血清、血浆、淋巴液、尿液等无细胞体液，以及使用游离DNA保存管或尿液样本保存管保存的样本。

将蛋白酶K粉末用蛋白酶K保存液溶解，使其终浓度为20 mg/mL。配制后需-20℃保存，避免反复冻融。

如有结晶或者沉淀，请将该缓冲液于56℃水浴孵育重新溶解。

不可以。

1. 样本相关问题

· 原因: 样本质量差、反复冻融、或起始样本中游离DNA含量过低。

· 解决方案:

o 尽量使用新鲜采集或妥善保存（避免反复冻融）的样本。

o 确保样本类型符合说明书要求（血清、血浆、尿液等）。

o 如果样本量允许，可适当增加起始样本体积（最多5 mL血浆/4 mL尿液），并按比例增加蛋白酶K、稀释缓冲液和结合缓冲液的用量。

2. 试剂配制与预处理问题

· 原因:

o 首次使用时未向浓缩缓冲液中加入乙醇或异丙醇。

o 配制好的蛋白酶K活性降低。

o 缓冲液有结晶或沉淀未完全溶解。

· 解决方案:

o 首次使用前，务必严格按照试剂瓶标签说明，向结合缓冲液（浓缩液）中加入异丙醇，向漂洗缓冲液1和2（浓缩液）中加入无水乙醇，并混合均匀。

o 配制好的蛋白酶K应分装保存于-20℃，避免反复冻融导致失活。

o 使用前检查缓冲液，如有结晶或沉淀，需在56℃水浴中加热至重新溶解。

3. 操作流程问题

· 原因:

o 孵育时间或温度不足，导致细胞裂解和蛋白消化不彻底。

o 结合或洗涤步骤中混合不充分。

o 负压过高或抽吸过快，导致结合效率下降。

o 乙醇残留影响后续洗脱效率。

· 解决方案:

o 确保裂解孵育步骤在60℃下进行30分钟，期间需颠倒混匀数次以确保充分裂解。

o 加入结合缓冲液后，应剧烈震荡或充分颠倒混匀，形成均一的混合溶液。

o 使用负压装置时，应缓慢抽吸，过快过强的负压会降低DNA与膜的结合效率。

o 在加入洗脱液之前，将吸附柱在室温静置数分钟，确保残余乙醇完全挥发。

4. 洗脱问题

· 原因:

o 洗脱体积过小。

o 洗脱液未加至吸附膜中央。

o 洗脱时间不足。

· 解决方案:

o 根据所需DNA浓度，适当增加洗脱缓冲液体积（可在20-150 μL范围内调整）。

o 确保将洗脱缓冲液滴加在吸附柱膜的中央部位。

o 加入洗脱缓冲液后，室温静置至少3分钟，让洗脱缓冲液充分浸润膜。

o 可将洗脱液预热至60℃后再使用，并进行二次洗脱。

DNA纯度低通常表明提取的DNA中含有杂质，如蛋白质、盐离子或有机溶剂（乙醇）。其A260/A280比值理想值约为1.8。

· 比值偏低 (<1.8)：通常表示有蛋白质残留。

· 比值偏高 (>2.0)：通常表示有RNA残留或胍盐等化学试剂残留。

1. 残留蛋白质污染 (导致A260/A280偏低)

· 原因:

o 蛋白酶K消化不完全或失效。

o 样本量过多，蛋白酶K不足以完全消化所有蛋白质。

o 裂解孵育时间或温度不足。

· 解决方案:

o 确保配制好的蛋白酶K分装保存于-20℃，避免反复冻融导致失活。

o 检查样本量是否在试剂盒规定范围内（血浆≤5 mL，尿液≤4 mL）。如果样本量很大，请按比例增加蛋白酶K的用量。

o 严格保证裂解步骤在60℃孵育30分钟，并可在此期间涡旋振荡数次，以充分裂解和消化。

2. 乙醇残留 (导致A260/A280比值异常并抑制下游实验)

· 原因:

o 洗涤后吸附柱干燥不彻底

· 解决方案:

o 在加入洗脱液之前，将吸附柱在室温静置数分钟，确保残余乙醇完全挥发。

3. 盐离子残留 (导致A260/A230偏低)

· 原因:

o 漂洗缓冲液中的乙醇未正确添加。

· 解决方案:

o 首次使用前，务必确认已向漂洗缓冲液1和2（浓缩液）中加入了指定体积的无水乙醇，并充分混匀。

适用于血浆、血清、淋巴细胞、无细胞体液等样本。

有三种型号：

· 型号一（瓶装型）：提供所有液体试剂，可手动操作或适配特定自动化仪器。规格有96次/盒和400次/盒。

· 型号二（32通道预装板型）：试剂预装在96孔板中，专为康为CWE2100或CWE3200全自动核酸提取仪设计。规格为96次/盒。

· 型号三（96通道预装板型）：试剂预装在多块板上，专为康为CWE960全自动核酸提取仪设计。规格为96次/盒。

可能原因包括：

1) 样品质量不佳。解决办法：样品应避免反复冻融。

2) 磁珠悬浮液未充分混匀。解决办法：使用前必须涡旋振荡磁珠悬浮液至少30秒，确保磁珠完全重悬。处理多个样本时，应每隔几个样本重新混匀一次，防止磁珠沉降。。

3) 洗脱效率不足。解决办法：适当增加洗脱体积或延长洗脱时间，并确保在56℃条件下进行振荡洗脱。

4) 磁珠在晾干过程中过度干燥。解决办法：乙醇挥发（晾干）时间不宜过长。待管壁液体挥发后，观察到磁珠表面由湿润反光变为哑光、且无干裂状时即可。

5) 漂洗液配制错误。解决办法：漂洗缓冲液2第一次使用前应按照试剂瓶标签的说明加入无水乙醇并做好标记。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1) 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A3部分的解决办法。

2) 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3) 存在盐离子残留。解决办法：严格按说明书操作顺序加入漂洗缓冲液，漂洗完成后确保乙醇完全挥发。 

4) DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260 nm处测定DNA浓度，精确控制使用量

磁珠悬浮液严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。

预装型产品专为自动化流程设计，手动操作可行但需注意：

1. 需自行转移试剂，操作繁琐且耗时；

2. 得率和纯度可能略低于自动化提取。

96孔板严禁冰冻；运行程序前确保按照表格指定位置放置96孔板。

Buffer C1和蒸馏水的比例不正确。确保在步骤1中将Buffer C1和蒸馏水以正确的比例（1：3）添加到样品中。

1. 细胞或血液样本量过少会导致起始DNA总量不足，应严格按照说明书要求加入相应体积的样本量。 

2. 缓冲液保存不当可能影响实验效果， Buffer C1须密封保存于2-8℃冰箱，使用前检查是否有蒸发或污染情况，确保试剂质量。

3. 裂解步骤中Buffer C1和蒸馏水的比例严格控制在1:3，充分混匀后冰上孵育10分钟，确保样本完全裂解。

4. 使用冷冻样本前必须完全解冻，避免反复冻融。

5. Genomic-tip 20/G柱子使用前须用1mL Buffer CBT平衡，让液体依靠重力自然流下，切勿施加外力加压，平衡不充分会显著降低DNA结合效率。

6. 基因组DNA沉淀步骤需特别小心，离心后吸弃上清时枪头不要触碰管底沉淀，此步骤操作不当会导致DNA大量丢失。

7. 洗脱Buffer QF可提前在50℃水浴中预热，预热后的Buffer QF能提高DNA洗脱效率。

上样前须将裂解液充分离心，并用移液枪小心吸取上清液，避免吸入沉淀物或细胞碎片；按说明书控制样本量，过量样本会导致树脂超载而堵塞。

若下游实验对pH值敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用Buffer TB洗脱，并于-20℃保存。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1. 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A2部分的解决方案。

2. 乙醇残留。解决办法：70%乙醇洗涤后，彻底吸弃上清，室温风干 5–10分钟

3. 存在盐离子残留。解决办法：确保异丙醇在室温（15 - 25°C）下沉淀，并用冷的70%乙醇洗涤沉淀两次；可重新沉淀DNA以除去盐。

4. DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260nm处测定DNA浓度，精确控制使用量。

操作过程中需轻柔混匀（避免剧烈震荡或涡旋），减少剪切力。

使用脉冲场电泳（PFGE），条件：1%琼脂糖，0.5X TBE，6 V/cm，脉冲时间1-25 s，电泳16小时。

本试剂盒可以从PCR产物或酶反应液（酶切，连接，探针标记等）中纯化回收100 bp-10 kb的DNA片段。

康为世纪全自动核酸提取仪CWE960。

回收的DNA纯度良好，适用于测序、酶切、连接、转化、标记、体外转录等分子生物学实验。

本试剂盒为96通道预装型，需配合CWE960全自动核酸提取仪使用，不建议手动操作。

需自备康为世纪CWE960全自动核酸提取仪。

本试剂盒专为自动化流程设计，手动操作可行但需注意：

1. 需自行转移试剂，操作繁琐且耗时；

2. 得率和纯度可能略低于自动化提取。

原因：样本质量不佳；预装板位置放置错误。解决方法：对于样本处理，新鲜样本应尽快处理或-70℃冻存，避免反复冻融；实验操作上严格按照说明书要求放置96孔板，完整执行所有洗涤步骤。 

使用CWE960全自动核酸提取仪时，全程约 45分钟（从加样到DNA洗脱）

1. 避免血液样本反复冻融，否则可能导致DNA断裂或得率下降。

2. 检查预装板是否漏液，确保试剂完整。

本试剂盒适用于血清、血浆、全血、拭子、组织、粪便及环境样本（如纱布）的病毒核酸提取，各类样本需按说明书要求进行预处理。

DNA 和 RNA 都会提取到。若只需要提取病毒里面的 DNA，可以用 RNase 处理。

需自备康为世纪CWE3200或AE2100全自动核酸提取仪。

 本试剂盒专为自动化流程设计，手动操作可行但需注意：

1. 需自行转移试剂，操作繁琐且耗时；

2. 得率和纯度可能略低于自动化提取。

原因：样本质量不佳；预装板位置放置错误。解决方法：对于样本处理，应避免反复冻融；实验操作上严格按照说明书要求放置96孔板，完整执行所有洗涤步骤。 

样品按要求加入96 DW深孔板后，将其放入CWE3200/CWE2100中后约40分钟即可得到高质量的DNA及RNA。

 DNA 和 RNA 都会提取到。若只需要提取样本里面的 DNA，可以用 RNase 处理。

需自备康为世纪CWE3200或CWE2100全自动核酸提取仪。

 本试剂盒专为自动化流程设计，手动操作可行但需注意：

1. 需自行转移试剂，操作繁琐且耗时；

2. 得率和纯度可能略低于自动化提取。

原因：样本质量不佳；预装板位置放置错误。解决方法：对于样本处理，应避免反复冻融；实验操作上严格按照说明书要求放置深孔板，完整执行所有洗涤步骤。 

从新鲜唾液或唾液/保存液混合液中提取基因组DNA。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用Buffer GE洗脱，并于-20℃保存。

如果下游实验对RNA污染比较敏感，可以在第3步中加入4 μL DNase-Free的RNase A（100 mg/mL），RNase A本试剂盒并未提供，如需要可单独向本公司订购，货号：CW0601。

不可以。

若Buffer GL出现沉淀，请将Buffer GL于56℃水浴至重新溶解。

正常。加入 Buffer GL 和无水乙醇后可能会产生白色沉淀，不会影响后续实验。若形成凝胶状物质，推荐进行剧烈震荡或涡旋处理。

1) 加入Buffer GL和无水乙醇后，必须立即剧烈涡旋至混合均匀。

2) Buffer GW1 和 Buffer GW2第一次使用前应按照试剂瓶标签的说明向其中加入相应体积的无水乙醇。

3) 将Buffer GE或水预热至65-70℃再使用；加入洗脱液后，室温静置5分钟，让洗脱液充分浸润膜，再离心。

4) 洗脱前务必开盖室温放置数分钟，确保残余乙醇完全挥发。

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白或乙醇残留导致污染。

解决方法：

1) 确保裂解充分：使用前请检查Buffer GL是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，请将Buffer GL于56℃水浴孵育重新溶解。

2) 彻底洗涤：可重复Buffer GW2洗涤步骤。 

3) 去除乙醇残留：洗脱前将吸附柱置于室温数分钟，确保乙醇完全挥发。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：RNA残留或核酸降解。

解决方法：

1) 可以在第3步中加入4 μL RNase A（100 mg/mL）溶液。RNase A本试剂盒并未提供，如需要可单独向本公司订购，货号：CW0601S。

2) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

优化洗脱：改用Buffer GE洗脱，减少小片段核酸干扰。

适用于土壤和粪便样本，也支持经非裂解型粪便保存液（如CWY041S/M）保存的样本。

使用前需涡旋振荡至少20秒，确保磁珠完全混匀。严禁离心或冷冻，否则可能对磁珠导致不可逆损伤。

支持。该试剂盒可配套康为世纪品牌的32通道（CWE2100/CWE3200）或96通道（CWE9600/CWE960）的全自动核酸提取仪使用，实现高通量、自动化的DNA提取流程。

可使用涡旋振荡仪、TissueLyser II、PowerLyzer 24、FastPrep-24等设备。

DNA产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

Buffer QSL出现沉淀。解决办法：用前请先检查Buffer QSL是否出现沉淀，如有沉淀，可加热溶解。

缓冲液蒸发。解决办法：确保缓冲液密封保存，避免蒸发。

漂洗缓冲液未加入无水乙醇。解决办法：Buffer GW1和Buffer GW2使用前应分别加入104 mL和116 mL无水乙醇。

洗涤过程中DNA损失。解决办法：在磁力架上吸弃液体时，枪头不要接触附着在管壁上的磁珠团。确保步骤5的晾干时间（5-10分钟），直到磁珠表面变成哑光且无干裂再进行洗脱。

Magbeads SN混匀不充分。解决办法： Magbeads SN使用前需充分涡旋混匀至少20秒，每处理6-10个样本后需补充涡旋10秒以维持溶液稳定性。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1. 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A5部分的解决方案。

2. 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3. 存在盐离子残留。解决办法：严格按操作顺序使用漂洗缓冲液，特别注意的是漂洗完成后将离心管开盖室温静置5-10分钟，确保乙醇完全挥发。

4. DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260nm处测定DNA浓度，精确控制使用量。

DNA纯度偏低（A260/A280比值较低）的常见原因及解决方案：

1. 乙醇残留导致比值偏低。解决办法：洗脱前确保乙醇完全挥发。 

2. 蛋白质残留。解决办法：确保Buffer GW1和Buffer GW2使用前应分别加入104 mL和116 mL无水乙醇。

3. 未校正背景值造成偏差。解决办法：必须测定320 nm吸光度，并从260 nm和280 nm读数中扣除该背景值。

4. 水洗脱导致pH不稳定。解决办法：避免使用纯水洗脱，建议采用Buffer 维持稳定pH值。

实验操作上需特别注意磁珠使用前应充分涡旋混匀，严格按照说明书要求放置96孔板，完整执行所有洗涤步骤。

本试剂盒可以从TAE或TBE制成的琼脂糖凝胶中回收100 bp以上的DNA片段。

康为世纪全自动核酸提取仪CWE960。

回收的DNA纯度良好，适用于测序、酶切、PCR、克隆等分子生物学实验。

本试剂盒为96通道预装型，需配合CWE960全自动核酸提取仪使用，不建议手动操作。

 CW2506S适用于从唾液中提取基因组DNA。

将Proteinase K用Proteinase K Storage Buffer溶解，使其终浓度为20 mg/mL。配制后需-20℃保存，避免反复冻融。

支持，该试剂盒可与CWE2100 32通道核酸提取仪和CWE9600 96通道核酸提取仪进行匹配使用。

如无恒温混匀仪，可将离心管涡旋震荡10秒钟后放于65℃水浴锅中孵育20分钟，期间每隔5分钟涡旋震荡10秒钟。

Magbeads PN严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。

可能原因包括：

1) Magbeads PN未充分混匀。解决办法：Magbeads PN使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。处理多个样本时，应每隔几个样本重新混匀一次，防止磁珠沉降。

2) 洗脱效率不足。解决办法：适当增加洗脱体积或延长洗脱时间，并确保在56℃条件下进行振荡洗脱。

3) 磁珠在晾干过程中过度干燥。解决办法：乙醇挥发（晾干）时间不宜过长。待管壁液体挥发后，观察到磁珠表面由湿润反光变为哑光、且无干裂状时即可。

4) 漂洗液配制错误。解决办法：Buffer GW1和Buffer GW2第一次使用前应按照试剂瓶标签的说明加入相应体积的无水乙醇并做好标记。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1) 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A6部分的解决办法。

2) 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3) 存在盐离子残留。解决办法：严格按说明书操作顺序加入漂洗缓冲液，漂洗完成后确保乙醇完全挥发。 

4) DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260 nm处测定DNA浓度，精确控制使用量

Buffer GP中含有PH指示剂，当PH≤7.5时溶液的颜色为黄色，此时的DNA才能有效的与膜结合。当PH值偏高时溶液的颜色变为即桔红色和紫色，此时可向胶溶液中加入10-30 μL的3 M醋酸钠（PH 5.0），将溶液的颜色调为黄色后再进行后续实验。

若Buffer GP出现结晶或沉淀现象，可在37℃水浴至重新恢复澄清。

可在溶胶后或PCR产物中加入1/2体积的异丙醇，以提高回收率。

(1) 琼脂糖凝胶未完全溶化：尽可能去除不含目的片段的琼脂糖，溶胶过程间隔性的摇晃促进凝胶充分溶化，仔细检查确保无固体琼脂糖残留；

(2) 回收片段过小：若回收小于300 bp DNA片段时，可在溶胶后加入1/2倍凝胶体积的异丙醇，混匀后再按后续步骤进行操作；

(3) 试剂准备有误：Buffer PW第一次使用前需按试剂瓶标签的说明加入相应的无水乙醇；

(4) 洗脱效率低：洗脱体积请勿低于30 μL；可将第一次离心的洗脱液重新加至吸附柱中，室温静置2分钟后再次离心；此外若回收的DNA片段大于10 kb，可预先将Buffer EB在50℃水浴中预热；

可以分批次加入吸附柱中，每次不超过750 μL，依次离心。

回收的DNA纯度高，可用于测序、连接、转化、标记、体外转录等分子生物学实验。

可以，操作流程见说明书第二部分“PCR反应液回收操作步骤”。

水、TE 或改良的 TE 缓冲液可用于溶解 DNA，并且不会干扰转化过程。

甲基化转化过程中，转化时间过久会引起甲基化的C部分变成U，导致假阴性，请严格按照操作说明书进行操作。

对基因组DNA进行亚硫酸氢盐处理后，因为非甲基化的胞嘧啶残基转化为尿嘧啶，所以原始碱基配对不再存在，回收的DNA通常富含A、U和T，并且在室温下为单链，具有有限的非特异性碱基配对。260 nm处的吸收系数与RNA的吸收系数相似。当纯化后的基因组DNA OD260为1时，相当于约40 μg/mL的核酸浓度。

基于处理后核酸状态的特殊性，其OD230会出现异常现象，可能导致OD260/OD230比值不稳定，实验表明这种情况不影响后续的PCR反应。OD260/OD280比值应为1.7-1.9。如果洗脱时不使用洗脱缓冲液，而使用ddH₂O，比值会偏低，因为pH值和离子存在会影响光吸收值，但并不表示纯度低。

通常，亚硫酸氢盐转化的DNA需要35至40个循环才能成功进行PCR扩增，最佳扩增子大小应在150-300 b p之间，但是通过优化PCR条件可以生成更大的扩增子（高达1 kb），55-60℃之间的退火温度通常效果良好。由于大多数非甲基化胞嘧啶残基会转化为尿嘧啶，因此亚硫酸氢盐处理的DNA通常富含 AT，也正因为这样，非特异性 PCR 扩增也会相对常见，强烈建议使用“热启动”聚合酶进行亚硫酸氢盐处理后DNA 的PCR扩增。

注：康为世纪CW3332：FastStar Probe Kit (for bisDNA) 主要应用于以亚硫酸氢盐处理的DNA为模板的探针法荧光定量PCR。其中的SuperFastStar DNA Polymerase是一种经双单克隆抗体修饰的、全新高效热启动酶。

（1）对转化产物的定量方式选择错误：转化产物以单链形式存在，应使用ssDNA定量方式。

（2）Input DNA有杂质：确保DNA的A260/A280比值在1.8 - 2.0之间；

（3）漂洗缓冲液乙醇含量不足：请加入试剂瓶标签上指定体积的无水乙醇，勿长时间开盖放置； 

（4）缓冲液DB中有机溶剂含量不足：请勿长时间开盖放置；

（1）转化液失效：转化液对光敏感，应避光保存，避免暴露在光线下；

（2）反应温度或时间设置错误：请按照说明书正确设置反应温度与时间；

（3）Input DNA样本GC投入量过高：应根据样本特殊性适当减少投入量。     

亚硫酸氢盐修饰后的DNA建议立即检测，否则请于-20℃以下保存，保存时间不超过1个月，长期保存需置于-70℃或以下，并应避免反复冻融。

本试剂盒专为高效分离纯化miRNA、siRNA、snRNA等小于200 nt的小分子RNA而设计，同时也可用于总RNA的提取。纯化的RNA适用于各种敏感的下游应用，如Northern Blot、Real-Time PCR、Microarray Analysis等。

适用于组织、细胞、血浆或血清等多种样本类型。

离心后样品分为三层（有机相、中间层、无色水相）。应小心吸取最上层的无色水相，切勿吸到中间层或下层，否则会严重污染RNA，影响纯度和下游实验。

离心后溶液不分层，主要可能由以下原因导致：

1) 混合不充分：加入氯仿后，需剧烈振荡至少15秒，以确保充分混合。

2) 氯仿比例错误：请务必确认氯仿添加量准确无误。标准比例为每使用1 mL TRIzon Reagent需加入0.2 mL氯仿。

3) 样品过载或过于粘稠：当处理蛋白、多糖或脂肪含量高的特殊样本时，裂解液会异常粘稠，阻碍分相。可在加入氯仿前，先将样品混合液于 4℃、12,000 rpm 离心5分钟，弃除沉淀，取上清进行后续操作。

若已发生不分层情况，可尝试以下补救措施：

1) 再次混合与离心：在确认氯仿已按比例添加的前提下，将反应液再次剧烈振荡，并于 4℃、12,000 rpm 条件下重新离心。

2) 追加氯仿：若高度怀疑氯仿添加量不足，可谨慎地补加少量氯仿，随后充分振荡并离心。

可能的原因包括：

1) 样品降解：提取的样品应避免反复冻融。

2) 裂解不充分：加入TRIzon Reagent后需反复吹打使样本充分裂解 。

3) 洗脱体积过小：RNase-Free Wate体积不应小于30 μL，体积过小影响回收率

4) Buffer RWT和Buffer RW2未按试剂瓶标签加入相应体积的无水乙醇：Buffer RWT和Buffer RW2第一次使用前应按照试剂瓶标签说明加入相应体积的无水乙醇。

1) 对于含较多蛋白、脂肪、多糖等样品，可在加入氯仿前先进行离心（4℃, 12,000 rpm, 5分钟），弃除沉淀，取上清进行后续操作。

2) 吸取水相时需小心，可适当保留，切勿吸到中间层和下层，避免基因组污染。

3) 加入氯仿后，需在4℃下离心。

1) 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2) 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3) 配制溶液应使用无RNase的水。

4) 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

A260/A280比值低可能的原因及解决方案如下：

1) 水相吸取时被酚或蛋白污染。解决方案：吸取水相时需小心，可适当保留，切勿吸到中间层和下层，避免基因组污染。

2) 样品裂解不充分。解决方案：可以适当增加TRIzon Reagent或者降低样品投入量进行提取。

适用于新鲜血液、抗凝全血、唾液和细胞。

 本试剂盒专为自动化流程设计，手动操作可行但需注意：

1. 需自行转移试剂，操作繁琐且耗时；

2. 得率和纯度可能略低于自动化提取。

原因：样本质量不佳；磁珠吸附或洗涤步骤不彻底。解决方法：对于样本处理，新鲜样本应尽快处理或-70℃冻存，避免反复冻融；实验操作上需特别注意异丙醇和磁珠的规范处理，包括移液器吹吸混匀、充分涡旋振荡20秒使其均匀混合，严格按照说明书要求放置96孔板，完整执行所有洗涤步骤，特别要注意在仪器运行17分钟暂停时及时加入异丙醇-磁珠混合液并确保异丙醇-磁珠混物充分混匀。

磁珠悬浮液严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。

1. 避免血液样本反复冻融，否则可能导致DNA断裂或得率下降。

2. 检查预装板是否漏液，确保试剂完整。

3. 细胞样本需要进行离心富集，弃上清，然后加入300 μL 1×PBS重悬得到细胞悬液。

4. 实验前，将磁珠悬浮液与异丙醇按照1:3的比例混匀，混匀后备用

5. 配置好的蛋白酶K溶液勿长时间室温放置，避免反复冻融，以免影响其活性。

TRIzon Pal™ 是一种可替代有毒氯仿的相分离试剂。它与TRIzon Reagent配合使用，能有效分离样品裂解液中的RNA（水相）、DNA（中间相）和蛋白质（有机相），从而高效去除蛋白质等杂质，最大限度地保证RNA的完整性和纯度。

RNA沉淀难以溶解，可通过以下方法解决或避免：

1. 避免沉淀过度干燥：乙醇洗涤后，室温晾干 2-3分钟即可。过度干燥会严重影响RNA的复溶性。

2. 确保彻底去除有机溶剂：RNA沉淀中若残留异丙醇，会极大阻碍其溶解。务必严格按照说明书要求，使用 75%乙醇（必须用无RNase的水配制） 充分洗涤沉淀。

3. 分次溶解：先加入少量无RNase水（如30 μL）充分溶解沉淀，随后根据所需浓度再补充水量。

A3：离心后溶液不分层，主要可能由以下原因导致：

1. 混合不充分：加入TRIzon Pal™后，需剧烈振荡至少15秒，以确保充分混合，此为分相的关键前提。

2. TRIzon Pal™比例错误：请务必确认TRIzon Pal™添加量准确无误。标准比例为每使用1 mL TRIzon试剂需加入0.2 mL TRIzon Pal™。

3. 样品过载或过于粘稠：当处理蛋白、多糖或脂肪含量高的特殊样本时，裂解液会异常粘稠，阻碍分相。可在加入TRIzon Pal™前，先将匀浆液于 4℃、12,000 rpm 离心10分钟，弃除沉淀，取上清进行后续操作。

若已发生不分层情况，可尝试以下补救措施：

1. 再次混合与离心：在确认TRIzon Pal™已按比例添加的前提下，将反应液再次剧烈振荡，并于 4℃、12,000 rpm 条件下重新离心。

2. 追加氯仿：若高度怀疑TRIzon Pal™添加量不足，可谨慎地补加少量TRIzon Pal™，随后充分振荡并离心。

可能的原因包括：

1. 样品降解：提取的样品应避免反复冻融。

2. 样本量过大：样品体积不应超过TRIzon体积的10% 。

3. 裂解不充分：加入TRIzon后需反复吹打使样本充分裂解 。

4. 细胞培养液未去除干净：收集细胞时务必仔细吸除所有上清，否则会导致裂解不完全。

5. 洗涤时吸丢了沉淀：在吸弃上清时要非常小心，不要吸弃RNA沉淀。

1. 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2. 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3. 配制溶液应使用无RNase的水。

4. 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

1. 对于培养细胞，TRIzon加量应根据培养板面积决定（每10 cm²面积需要1 mL），用量不足可能导致DNA污染。

2. 对于复杂样本如肌肉、脂肪组织等，可在匀浆后先进行离心（4℃, 12,000 rpm, 10分钟）以除去不溶物质，包括高分子量DNA。

3. 对DNA极度敏感的下游实验，建议用不含RNase的DNase I（货号：CW2090A）对提取的RNA进行处理。

4. 吸取水相时需小心，可适当保留，切勿吸到中间层和下层，避免基因组污染。

5. 加入TRIzon Pal™后，需在4℃下离心。

A260/A280比值低可能的原因及解决方案如下：

1. 水相吸取时被酚或蛋白污染。解决方案：吸取水相时需小心，可适当保留，切勿吸到中间层和下层，避免基因组污染。

2. 样品裂解或匀浆不充分。解决方案：在后续制备中，减少起始样品量并延长匀浆时间。

3. RNA沉淀清洗不彻底。解决方案：务必严格按照说明书清洗步骤进行操作。

4. RNA沉淀未完全溶解。解决方案：检查是否有残留的RNA沉淀，务必清洗下管壁上可能附着的所有 RNA沉淀。

若TRIzon Reagent中出现沉淀，可将其置于56℃水浴中加热几分钟，沉淀即可溶解，不影响使用

离心后溶液不分层，主要可能由以下原因导致：

1. 混合不充分：加入TRIzon Pal^TM后，需剧烈振荡至少15秒，以确保充分混合，此为分相的关键前提。

2. TRIzon Pal^TM比例错误：请务必确认TRIzon Pal^TM添加量准确无误。标准比例为每使用1 mL TRIzon试剂需加入0.2 mL TRIzon Pal^TM。

3. 样品过载或过于粘稠：当处理蛋白、多糖或脂肪含量高的特殊样本时，裂解液会异常粘稠，阻碍分相。可在加入为TRIzon Pal^TM前，先将匀浆液于 4℃、12,000 rpm 离心10分钟，弃除沉淀，取上清进行后续操作。

若已发生不分层情况，可尝试以下补救措施：

1. 再次混合与离心：在确认TRIzon Pal^TM已按比例添加的前提下，将反应液再次剧烈振荡，并于 4℃、12,000 rpm 条件下重新离心。

2. 追加TRIzon Pal^TM：若高度怀疑TRIzon Pal^TM添加量不足，可谨慎地补加少量TRIzon Pal^TM，随后充分振荡并离心。

 可能的原因包括：

1. 样品降解：提取的样品应避免反复冻融。

2. 样本量过大：样品体积不应超过TRIzon体积的10% 。

3. 裂解不充分：加入TRIzon后需反复吹打使样本充分裂解 。

4. 洗脱体积过小：RNase-Free Wate体积不应小于30 μL，体积过小影响回收率。

5. Buffer RW2未按试剂瓶标签加入相应体积的无水乙醇：Buffer RW2第一次使用前应按照试剂瓶标签说明在Buffer RW2中加入无水乙醇。

1. 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2. 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3. 配制溶液应使用无RNase的水。

4. 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

1. 建议减少样本起始投入量。

2. 对于复杂样本如肌肉、脂肪组织等，可在匀浆后先进行离心（4℃, 12,000 rpm, 10分钟）以除去不溶物质，包括高分子量DNA。

3. 吸取水相时需小心，可适当保留，切勿吸到中间层和下层，避免基因组污染。

4. 加入TRIzon Pal^TM后，需在4℃下离心。

A260/A280比值低可能的原因及解决方案如下：

1. 水相吸取时被酚或蛋白污染。解决方案：吸取水相时需小心，可适当保留，切勿吸到中间层和下层，避免基因组污染。

2. 样品裂解或匀浆不充分。解决方案：可以适当增加TRIzom Reagent或者降低组织投入量进行提取。

取52 μL的RNase-Free Water，向其中加入8 μL的 10×Reaction Buffer和20 μL的 DNase I（1 U/μL），混匀， 配制成终体积为80 μL的反应液。

可以。TRIzon Reagent和TRIzon Pal™的货号分别为CW0580S和CW3166M。

说明书建议洗脱体积为30-50 μL，若样本RNA含量低，可适当降低洗脱体积但不少于30 μL。

1. 样品降解或核酸含量低：样品反复冻融或保存不当易导致核酸降解。应使用新鲜样品或正确保存的样品，实验前注意评估样品状态。

2. 样品裂解不充分：组织或细胞未彻底匀浆会导致核酸释放不全。加入 Buffer RL 后须充分吹打或研磨，确保样本充分裂解。

3. 未加β-巯基乙醇：Buffer RL 中漏加β-巯基乙醇会严重影响裂解效率。Buffer RL使用前必须按每1 mL Buffer RL 加10 μL的比例添加β-巯基乙醇并混匀。

4. 样本量过多：样本量超过试剂盒允许范围易导致提取效率下降。应严格遵守说明书样本量要求（如组织≤30 mg，细胞≤10⁷）。

5. 培养液有残留：残留培养液会稀释裂解液并引入杂质。加 Buffer RL 前须彻底清除培养液。

6. 乙醇未彻底晾干：吸附柱中残留乙醇会抑制核酸洗脱。漂洗完成后应室温开盖放置数分钟以彻底晾干吸附柱中残留的乙醇。

7. 漂洗缓冲液未加污水乙醇。 Buffer RW2/GW1/GW2未加无水乙醇漂洗时会洗脱膜上核酸，造成严重损失。 使用前务必按试剂瓶标签加入指定量的无水乙醇，混匀后使用。

8. 洗脱方法不正确：洗脱液量不足、未滴加在膜中央或静置时间不够会导致洗脱不全。RNA 洗脱液应≥30 μL，DNA 应≥100 μL，滴加于膜中心，静置至少2分钟（RNA）或5分钟（DNA）再离心。可回收首次洗脱液重新过柱以提高得率。

乙醇洗涤后产生的蛋白沉淀可能松散附着在管底，吸取上清时若操作不慎极易将其吸走或打散，导致蛋白丢失。解决方法： 弃上清时应格外小心。建议先缓慢倾倒出大部分乙醇，残留液滴用微量移液器从液面下方轻轻吸除，注意观察并避开管底沉淀。

1. 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2. 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3. 配制溶液应使用无RNase的水。

4. 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

1. 初始裂解液上柱离心时，样本量过大或裂解液过于粘稠，导致RNA未能有效穿过DNA吸附柱。解决办法：严格遵循推荐样本量。对于核酸含量高的样品（如脾脏、胸腺），可适当减少样本起始量。

2. 在步骤2中，离心力或离心时间不足，导致RNA未能完全穿过DNA吸附柱。解决办法：确保吸附柱上没有液体残留，如果有必要可以重复离心，直至所有的液体通过吸附柱的膜。

3. 实验操作中存在交叉污染。在操作多个样品时，枪头、收集管等耗材的重复使用或飞溅，可能导致RNA产物意外污染DNA洗脱管或DNA吸附柱。解决方法： 勤换枪头，并注意操作手法，避免不同样品间或不同步骤间的交叉污染。

1.样品量过多。裂解体系中的DNA总量可能会超过Spin Columns DM的载量，导致部分DNA污染RNA产物。解决方法： 严格遵循说明书推荐的样品量上限。

2.样品为基因组DNA含量极高的组织。对于基因组DNA含量极高的组织（如胸腺），部分DNA可能会穿透Spin Columns DM吸附柱。解决办法：可在Spin Columns RM柱上进行DNase I消化。

不建议。采用Buffer PLS溶解得到的蛋白样品适用于SDS-PAGE和Western Blot检测，但不适用于Bradford方法进行蛋白定量，如需采用Bradford方法进行蛋白定量可采用5% SDS溶解蛋白，或根据下游试验选择合适的蛋白溶解缓冲液。

在步骤17中，只需室温晾干几分钟将残余的乙醇充分挥发即可，过度干燥会使蛋白沉淀难于溶解。

样品用TRIzon匀浆后，如不即刻加入氯仿，可以置于-70℃下保存一个月以上。

离心后溶液不分层，主要可能由以下原因导致：

1. 混合不充分：加入氯仿后，需剧烈振荡至少15秒，以确保充分混合，此为分相的关键前提。

2. 氯仿比例错误：请务必确认氯仿添加量准确无误。标准比例为每使用1 mL TRIzon试剂需加入0.2 mL氯仿。

3. 样品过载或过于粘稠：当处理蛋白、多糖或脂肪含量高的特殊样本时，裂解液会异常粘稠，阻碍分相。可在加入氯仿前，先将匀浆液于 4℃、12,000 rpm 离心10分钟，弃除沉淀，取上清进行后续操作。

若已发生不分层情况，可尝试以下补救措施：

1. 再次混合与离心：在确认氯仿已按比例添加的前提下，将反应液再次剧烈振荡，并于 4℃、12,000 rpm 条件下重新离心。

2. 追加氯仿：若高度怀疑氯仿添加量不足，可谨慎地补加少量氯仿，随后充分振荡并离心。

 可能的原因包括：

1. 样品降解：提取的样品应避免反复冻融。

2. 样本量过大：样品体积不应超过TRIzon体积的10% 。

3. 裂解不充分：加入TRIzon后需反复吹打使样本充分裂解 。

4. 细胞培养液未去除干净：收集细胞时务必仔细吸除所有上清，否则会导致裂解不完全。

5. 洗涤时吸丢了沉淀：在吸弃上清时要非常小心，不要吸弃RNA沉淀。

1. 使用无RNase的塑料制品和枪头，避免交叉污染。

2. 玻璃器皿应在使用前于180℃高温下干烤4小时，塑料器皿可在0.5 M NaOH中浸泡10分钟，用水彻底冲洗后高压灭菌。

3. 配制溶液应使用无RNase的水。

4. 操作人员戴一次性口罩和手套，实验过程中要勤换手套。

1. 对于培养细胞，TRIzon加量应根据培养板面积决定（每10 cm²面积需要1 mL），用量不足可能导致DNA污染。

2. 对于复杂样本如肌肉、脂肪组织等，可在匀浆后先进行离心（4℃, 12,000 rpm, 10分钟）以除去不溶物质，包括高分子量DNA。

3. 对DNA极度敏感的下游实验，建议用不含RNase的DNase I（货号：CW2090A）对提取的RNA进行处理。

4. 吸取水相时需小心，可适当保留，切勿吸到中间层和下层，避免基因组污染。 

5. 加入氯仿后，需在4℃下离心。

A260/A280比值低可能的原因及解决方案如下：

1. 水相吸取时被酚或蛋白污染。解决方案：吸取水相时需小心，可适当保留，切勿吸到中间层和下层，避免基因组污染。

2. 样品裂解或匀浆不充分。解决方案：在后续制备中，减少起始样品量并延长匀浆时间。

3. RNA沉淀清洗不彻底。解决方案：务必严格按照说明书清洗步骤进行操作。4. RNA沉淀未完全溶解。解决方案：检查是否有残留的RNA沉淀，务必清洗下管壁上可能附着的所有 RNA沉淀。

RNA沉淀难以溶解，可通过以下方法解决或避免：

1. 避免沉淀过度干燥：乙醇洗涤后，室温晾干 2-3分钟即可。过度干燥会严重影响RNA的复溶性。

2. 确保彻底去除有机溶剂：RNA沉淀中若残留异丙醇，会极大阻碍其溶解。务必严格按照说明书要求，使用 75%乙醇（必须用无RNase的水配制） 充分洗涤沉淀。

3. 分次溶解：先加入少量无RNase水（如30 μL）充分溶解沉淀，随后根据所需浓度再补充水量。

（1）型号一：恒温混匀仪（可选）、磁力架和离心机

（2）型号二：恒温混匀仪和康为世纪CWE2100/CWE3200全自动核酸提取仪。

（3）型号三：恒温混匀仪和CWE960全自动核酸提取仪。

适用于新鲜血液、抗凝全血制成的血片、唾液、口腔拭子、新鲜或冷冻组织。

不可以。

DNA产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1. 裂解缓冲液出现沉淀。解决办法：用前请先检查裂解缓冲液1和裂解缓冲液2是否出现沉淀，如有沉淀，可在56℃水浴几分钟重新溶解。

2. 缓冲液蒸发。解决办法：确保缓冲液密封保存，避免蒸发。

3. 漂洗过程中出现DNA损失。解决办法：漂洗缓冲液1和漂洗缓冲液2使用前应按试剂瓶标签加入无水乙醇。

4. 磁珠悬浮液及异丙醇-磁珠混合物混匀不充分。解决办法：（1） 磁珠悬浮液使用前需充分涡旋混匀至少20秒；（2）异丙醇-磁珠混合液配制后必须再次涡旋振荡10秒以确保溶液均一；（3）每处理6-10个样本后需补充涡旋10秒以维持溶液稳定性。

5. 样本裂解不完全。解决办法：适当延长裂解时间（组织样本可延长至1小时或过夜）；确保样本充分破碎（组织需液氮研磨或匀浆处理）；若无恒温混匀仪，裂解过程中需定期涡旋混匀。

6. 起始物料的储存不当。解决办法：使用新鲜或妥善保存的样本（避免反复冻融）。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1. 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A4部分的解决方案。

2. 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3. 存在盐离子残留。解决办法：严格按说明书操作顺序加入漂洗缓冲液。 

4. DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260nm处测定DNA浓度，精确控制使用量

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：使用前请检查裂解缓冲液1和裂解缓冲液2是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，请将裂解缓冲液于56℃水浴孵育重新溶解。 

2) 去除乙醇残留：漂洗步骤完成后将离心管固定于磁力架上室温静置5-10分钟使乙醇充分挥发。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：RNA残留或核酸降解。

解决方法：

1) 可在加入裂解缓冲液2之前加入4 μL RNase A（100 mg/mL）溶液，震荡15秒，室温放置5 分钟。RNase A本试剂盒并未提供，如需要可单独向本公司订购，货号：CW0601S。

2) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

3) 优化洗脱：若采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节）。

磁珠悬浮液严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用洗脱缓冲液洗脱，并于-20℃保存。

原因：样本裂解不完全；96孔板位置错误。解决方法：适当延长裂解时间（组织样本可延长至1小时或过夜），确保样本充分破碎（组织需液氮研磨或匀浆处理）。若无恒温混匀仪，裂解过程中需定期涡旋混匀；严格按照说明书要求放置96孔板，完整执行所有洗涤步骤。

（1）裂解不完全：适当延长步骤裂解时间，在裂解期间增加颠倒混匀次数；

（2）样品量太多：调整样品投入量，并按照比例加入裂解缓冲液和蛋白酶K。

如果下游实验对RNA污染比较敏感，可以在加入蛋白酶K 前加入4 μL DNase-Free的RNase A（100 mg/mL）。

不可以。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用洗脱缓冲液，并于-20℃保存。

20 mM Tris，pH8.0；2 mM Na2-EDTA ；1.2% Triton X-100；终浓度为20 mg/mL的溶菌酶。

（1） 应尽可能选择新鲜的样本；

（2） 样本起始投入量不要超过所用方法的起始量标准；

（3） 样品保存时要尽可能的避免反复冻融；

（4） 样本应进行充分裂解：组织样本应充分研磨或匀浆处理；延长56℃孵育时间（特别是难裂解样本如鼠尾可过夜消化）；必要时可额外添加20μL蛋白酶K；如果提取次生代谢产物大量积累或细胞壁厚的细菌培养物的基因组，建议在对数生长期早期收集样品。

（5）漂洗缓冲液1和漂洗缓冲液2中无水乙醇添加量不准确或漏加，应按照试剂瓶标签正确添加无水乙醇；

（6）洗脱不充分： DNA 产物洗脱的时候，预热洗脱液并滴加在膜中央位置，尽可能的覆盖整个吸附膜，增加洗脱体积或者二次洗脱也可增加产量。

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：使用前请检查裂解缓冲液1和裂解缓冲液2是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，请将裂解缓冲液于56℃水浴孵育重新溶解。 

2) 去除乙醇残留：吸附柱空离2分钟后将吸附柱置于室温数分钟，以彻底晾干。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：RNA残留或核酸降解。

解决方法：

1) 可在加入蛋白酶K 之前加入4 μL RNase A（100 mg/mL）溶液，震荡15秒，室温放置5 分钟。RNase A本试剂盒并未提供，如需要可单独向本公司订购，货号：CW0601S。

2) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

3) 优化洗脱：若采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节）。

水、TE 或改良的 TE 缓冲液可用于溶解 DNA，并且不会干扰转化过程。

甲基化转化过程中，转化时间过久会引起甲基化的C部分变成U，导致假阴性，请严格按照操作说明书进行操作。

对基因组DNA进行亚硫酸氢盐处理后，因为非甲基化的胞嘧啶残基转化为尿嘧啶，所以原始碱基配对不再存在，回收的DNA通常富含A、U和T，并且在室温下为单链，具有有限的非特异性碱基配对。260 nm处的吸收系数与RNA的吸收系数相似。当纯化后的基因组DNA OD260为1时，相当于约40 μg/mL的核酸浓度。

基于处理后核酸状态的特殊性，其OD230会出现异常现象，可能导致OD260/OD230比值不稳定，实验表明这种情况不影响后续的PCR反应。OD260/OD280比值应为1.7-1.9。如果洗脱时不使用洗脱缓冲液，而使用ddH₂O，比值会偏低，因为pH值和离子存在会影响光吸收值，但并不表示纯度低。

（1）对转化产物的定量方式选择错误：转化产物以单链形式存在，应使用ssDNA定量方式。

（2）Input DNA有杂质：确保DNA的A260/A280比值在1.8 - 2.0之间；

（3）漂洗缓冲液乙醇含量不足：请加入试剂瓶标签上指定体积的无水乙醇，勿长时间开盖放置； 

（4）缓冲液DB中有机溶剂含量不足：请勿长时间开盖放置；

（1）转化液失效：转化液对光敏感，应避光保存，避免暴露在光线下；

（2）反应温度或时间设置错误：请按照说明书正确设置反应温度与时间；

（3）Input DNA样本GC投入量过高：应根据样本特殊性适当减少投入量。

亚硫酸氢盐修饰后的DNA建议立即检测，否则请于-20℃以下保存，保存时间不超过1个月，长期保存需置于-70℃或以下，并应避免反复冻融。

使用磁珠BQ前，一定要混匀，磁珠BQ沉降速度较快，多个样本的加入磁珠的时候中间一定要经过几次摇匀，推荐先加缓冲液CL及转化后产物，最后再加磁珠BQ，以免磁珠沉降。

正常现象，不影响试剂效果。

水、TE 或改良的 TE 缓冲液可用于溶解 DNA，并且不会干扰转化过程。

甲基化转化过程中，转化时间过久会引起甲基化的C部分变成U，导致假阴性，请严格按照操作说明书进行操作。

对基因组DNA进行亚硫酸氢盐处理后，因为非甲基化的胞嘧啶残基转化为尿嘧啶，所以原始碱基配对不再存在，回收的DNA通常富含A、U和T，并且在室温下为单链，具有有限的非特异性碱基配对。260 nm处的吸收系数与RNA的吸收系数相似。当纯化后的基因组DNA OD260为1时，相当于约40 μg/mL的核酸浓度。

基于处理后核酸状态的特殊性，其OD230会出现异常现象，可能导致OD260/OD230比值不稳定，实验表明这种情况不影响后续的PCR反应。OD260/OD280比值应为1.7-1.9。如果洗脱时不使用洗脱缓冲液，而使用ddH₂O，比值会偏低，因为pH值和离子存在会影响光吸收值，但并不表示纯度低。

（1）对转化产物的定量方式选择错误：转化产物以单链形式存在，应使用ssDNA定量方式。

（2）Input DNA有杂质：确保DNA的A260/A280比值在1.8 - 2.0之间；

（3）漂洗缓冲液乙醇含量不足：请加入试剂瓶标签上指定体积的无水乙醇，勿长时间开盖放置； 

（4）缓冲液DB中有机溶剂含量不足：请勿长时间开盖放置；

（1）转化液失效：转化液对光敏感，应避光保存，避免暴露在光线下；

（2）反应温度或时间设置错误：请按照说明书正确设置反应温度与时间；

（3）Input DNA样本GC投入量过高：应根据样本特殊性适当减少投入量。    

亚硫酸氢盐修饰后的DNA建议立即检测，否则请于-20℃以下保存，保存时间不超过1个月，长期保存需置于-70℃或以下，并应避免反复冻融。

正常现象，不影响试剂效果。

水、TE 或改良的 TE 缓冲液可用于溶解 DNA，并且不会干扰转化过程。

甲基化转化过程中，转化时间过久会引起甲基化的C部分变成U，导致假阴性，请严格按照操作说明书进行操作。

对基因组DNA进行亚硫酸氢盐处理后，因为非甲基化的胞嘧啶残基转化为尿嘧啶，所以原始碱基配对不再存在，回收的DNA通常富含A、U和T，并且在室温下为单链，具有有限的非特异性碱基配对。260 nm处的吸收系数与RNA的吸收系数相似。当纯化后的基因组DNA OD260为1时，相当于约40 μg/mL的核酸浓度。

基于处理后核酸状态的特殊性，其OD230会出现异常现象，可能导致OD260/OD230比值不稳定，实验表明这种情况不影响后续的PCR反应。OD260/OD280比值应为1.7-1.9。如果洗脱时不使用洗脱缓冲液，而使用ddH₂O，比值会偏低，因为pH值和离子存在会影响光吸收值，但并不表示纯度低。

通常，亚硫酸氢盐转化的DNA需要35至40个循环才能成功进行PCR扩增，最佳扩增子大小应在150-300 b p之间，但是通过优化PCR条件可以生成更大的扩增子（高达1 kb），55-60℃之间的退火温度通常效果良好。由于大多数非甲基化胞嘧啶残基会转化为尿嘧啶，因此亚硫酸氢盐处理的DNA通常富含 AT，也正因为这样，非特异性 PCR 扩增也会相对常见，强烈建议使用“热启动”聚合酶进行亚硫酸氢盐处理后DNA 的PCR扩增。

注：康为世纪CW3332：FastStar Probe Kit (for bisDNA) 主要应用于以亚硫酸氢盐处理的DNA为模板的探针法荧光定量PCR。其中的SuperFastStar DNA Polymerase是一种经双单克隆抗体修饰的、全新高效热启动酶。

（1）对转化产物的定量方式选择错误：转化产物以单链形式存在，应使用ssDNA定量方式。

（2）Input DNA有杂质：确保DNA的A260/A280比值在1.8 - 2.0之间；

（3）漂洗缓冲液乙醇含量不足：请加入试剂瓶标签上指定体积的无水乙醇，勿长时间开盖放置； 

（4）缓冲液DB中有机溶剂含量不足：请勿长时间开盖放置；

（1）转化液失效：转化液对光敏感，应避光保存，避免暴露在光线下；

（2）反应温度或时间设置错误：请按照说明书正确设置反应温度与时间；

（3）Input DNA样本GC投入量过高：应根据样本特殊性适当减少投入量。 

亚硫酸氢盐修饰后的DNA建议立即检测，否则请于-20℃以下保存，保存时间不超过1个月，长期保存需置于-70℃或以下，并应避免反复冻融。

血浆样本若经过多次冻融可能形成冷沉淀物，这些沉淀物会导致柱堵塞。请勿使用经过一次以上冻融循环的血浆样本。

DNA 和 RNA 都会提取到。若只需要提取病毒里面的 DNA，可以用 RNase 处理。

不可以。

若裂解缓冲液出现沉淀，请将裂解缓冲液于56℃水浴孵育重新溶解。

（1）应尽可能选择新鲜的样本；

（2）样本起始投入量不要超过所用方法的起始量标准；

（3）样品保存时要尽可能的避免反复冻融；

（4）样本应裂解不充分：样品与蛋白酶K及裂解缓冲液应充分混匀，可适当延长恒温混匀仪振荡时间。 

（5）洗脱不充分：使用柱式试剂盒对 DNA 产物洗脱的时候，预热洗脱液并滴加在膜中央位置，尽可能的覆盖整个吸附膜，增加洗脱体积或者二次洗脱也可增加产量。

1) 确保裂解充分：使用前请检查裂解缓冲液是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，请将裂解缓冲液于56℃水浴孵育重新溶解。

2) 严格按照说明书规定的洗涤步骤进行操作。

3) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

湿拭子：直接取200 μL样本液提取；干拭子：需先用400 μL生理盐水浸泡，震荡后离心取200 μL上清提取。

该试剂盒支持康为CWE3200/CWE2100、CWE9600和CWE960全自动核酸提取仪，具体操作程序请参阅说明书相关章节。

DNA 和 RNA 都会提取到。若只需要提取病毒里面的 DNA，可以用 RNase 处理。

不可以。

若Buffer LB出现沉淀，请将Buffer GL于56℃水浴孵育重新溶解。

核酸产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1. 缓冲液出现结晶或沉淀。解决办法：用前请先检查Buffer LB是否出现结晶或沉淀，如有结晶或沉淀，可在56℃水浴几分钟，溶液恢复澄清。

2. 缓冲液蒸发。解决办法：确保缓冲液密封保存，避免蒸发。

3. 磁珠未充分混匀。解决办法：使用磁珠时，需充分涡旋混匀至少10秒以混匀磁珠，每加6-10个样本再次涡旋10秒。

4. 样本裂解不完全。解决办法：适当延长恒温混匀仪震荡时间。

5. 样本储存不当。解决办法：使用新鲜或妥善保存的样本（避免反复冻融）。

6. 磁珠过度干燥：磁珠干燥时间应控制在5分钟以内，待表面无明显液体残留时即可洗脱。过度干燥可能会影响核酸提取产量。

1. 确保裂解充分：使用前请检查裂解缓冲液是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，请将裂解缓冲液于56℃水浴孵育重新溶解。

2. 严格按照说明书规定的洗涤步骤进行操作。

3. 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

湿拭子：直接取200 μL样本液提取；干拭子：需先用400 μL生理盐水浸泡，震荡后离心取200 μL上清提取。

Magbeads PN严禁冰冻和离心，使用前需涡旋振荡30秒混匀。

适用于新鲜血液、抗凝全血、唾液和细胞。

DNA产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1. 裂解缓冲液出现沉淀。解决办法：用前请先检查裂解缓冲液是否出现沉淀，如有沉淀，可在56℃水浴几分钟重新溶解。

2. 缓冲液蒸发。解决办法：确保缓冲液密封保存，避免蒸发。

3. 漂洗过程中出现DNA损失。解决办法：漂洗缓冲液2和漂洗缓冲液3使用前应按试剂瓶标签加入无水乙醇。

4. 磁珠悬浮液及异丙醇-磁珠混合物混匀不充分。解决办法：（1） 磁珠悬浮液使用前需充分涡旋混匀至少20秒；（2）异丙醇-磁珠混合液配制后必须再次涡旋振荡20秒以确保溶液均一；（3）每处理6-10个样本后需补充涡旋10秒以维持溶液稳定性。

5. 样本裂解不完全。解决办法：加入裂解缓冲液后涡旋5秒，56℃水浴15分钟（期间涡旋2次），使其充分混匀。

6. 冷冻抗凝血液样本解冻后混合不当。解决办法：冷冻抗凝血液需提前在室温下放置，融化混匀。

7. 起始物料的储存不当。解决办法：使用新鲜或妥善保存的样本（避免反复冻融）。

8. 样本投入量多。解决办法：血液体积大于或小于200 μL，蛋白酶K、裂解缓冲液和异丙醇与磁珠混合物的用量需按比例调整。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1. 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A2部分的解决方案。

2. 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3. 存在盐离子残留。解决办法：严格按操作顺序使用漂洗缓冲液，特别注意确保漂洗缓冲液4完全去除。若发现离心管侧壁残留液滴，可加入750 μL无水乙醇，将离心管固定于磁力架上充分颠倒混匀后彻底弃除。

4. DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260nm处测定DNA浓度，精确控制使用量

DNA纯度偏低（A260/A280比值较低）的常见原因及解决方案：

1. 乙醇残留导致比值偏低。解决办法：洗脱前确保乙醇完全挥发。 

2. 蛋白质残留。解决办法：确保漂洗缓冲液2和漂洗缓冲液3使用前应按试剂瓶标签加入无水乙醇。

3. 盐离子残留影响测量。解决办法：确保结合和漂洗缓冲液洗涤后完全清除上清，必要时用细枪头吸尽残留液体。

4. 未校正背景值造成偏差。解决办法：必须测定320 nm吸光度，并从260 nm和280 nm读数中扣除该背景值。

5. 水洗脱导致pH不稳定。解决办法：避免使用纯水洗脱，建议采用洗脱缓冲液维持稳定pH值。

磁珠悬浮液严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用洗脱缓冲液洗脱，并于-20℃保存。

CWY129S提取的DNA纯度比CWY005S高，但得率可能略低。

本试剂盒专为自动化流程设计，手动操作可行但需注意：

1. 需自行转移试剂，操作繁琐且耗时；

2. 得率和纯度可能略低于自动化提取。

原因：样本质量不佳；磁珠吸附或洗涤步骤不彻底。解决方法：对于样本处理，新鲜样本应尽快处理或-70℃冻存，避免反复冻融；实验操作上需特别注意异丙醇和磁珠的规范处理，包括移液器吹吸混匀、充分涡旋振荡20秒使其均匀混合，严格按照说明书要求放置96孔板，完整执行所有洗涤步骤，特别要注意在仪器运行23分钟暂停时及时加入异丙醇-磁珠混合液并确保异丙醇-磁珠混物充分混匀。

（1）裂解不完全：适当延长步骤4孵育时间，在孵育期间增加颠倒混匀次数；

（2）样品量太多：调整样品投入量，并按照比例加入裂解缓冲液和蛋白酶K。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用洗脱缓冲液洗脱，并于-20℃保存。

如下游实验对RNA污染较敏感，可加入4 μL无DNA酶的RNase A（100 mg/mL）

不可以。

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：使用前请检查裂解缓冲液是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，请将裂解缓冲液于56℃水浴孵育重新溶解。 

2) 去除乙醇残留：吸附柱空离2分钟后将吸附柱置于室温数分钟，以彻底晾干。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：RNA残留或核酸降解。

解决方法：

1) 可向其中加入4 μL RNase A（100 mg/mL）溶液，震荡15秒，室温放置5 分钟。RNase A本试剂盒并未提供，如需要可单独向本公司订购，货号：CW0601S。

2) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

3) 优化洗脱：若采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节）。

（1）应尽可能选择新鲜的样本；

（2）样本起始投入量不要超过所用方法的推荐范围；

（3）样品保存时要尽可能的避免反复冻融；

（4）样本应进行充分裂解：加入裂解缓冲液后颠倒混匀15次，剧烈震荡至少1分钟，可适当延长孵育时间； 

（5）漂洗缓冲液1和漂洗缓冲液2中无水乙醇添加量不准确，应按照试剂瓶标签正确添加无水乙醇；

（6）洗脱不充分： DNA 产物洗脱的时候，预热洗脱液并滴加在膜中央位置，尽可能的覆盖整个吸附膜，增加洗脱体积或者二次洗脱也可增加产量。

适用于新鲜血液或抗凝血制成的血片样本（直径6 mm血片1片或3 mm血片4片）

可涡旋震荡10秒后75℃水浴孵育45分钟，期间每10分钟涡旋震荡10 秒。

康为世纪CWE2100或CWE3200全自动核酸提取仪

 本试剂盒专为自动化流程设计，手动操作可行但需注意：

1. 需自行转移试剂，操作繁琐且耗时；

2. 得率和纯度可能略低于自动化提取。

磁珠悬浮液严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。

原因：血片样本量不足或裂解不充分；磁珠吸附或洗涤步骤不彻底。解决方法：确保血片取样量符合要求（6 mm血片1片或3 mm血片4片）；检查裂解条件（75 ℃震荡45分钟），必要时延长裂解时间；严格按照说明书要求正确放置96孔板，并规范执行洗涤程序。

适用于新鲜血液、抗凝全血、唾液和细胞。

DNA产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1. 裂解缓冲液出现沉淀。解决办法：用前请先检查裂解缓冲液是否出现沉淀，如有沉淀，可在56℃水浴几分钟重新溶解。

2. 缓冲液蒸发。解决办法：确保缓冲液密封保存，避免蒸发。

3. 漂洗过程中出现DNA损失。解决办法：漂洗缓冲液1和漂洗缓冲液2使用前应按试剂瓶标签加入无水乙醇。

4. 磁珠悬浮液及异丙醇-磁珠混合物混匀不充分。解决办法：（1） 磁珠悬浮液使用前需充分涡旋混匀至少20秒；（2）异丙醇-磁珠混合液配制后必须再次涡旋振荡20秒以确保溶液均一；（3）每处理6-10个样本后需补充涡旋10秒以维持溶液稳定性。

5. 样本裂解不完全。解决办法：加入裂解缓冲液后涡旋5秒，56℃水浴15分钟（期间涡旋2次），使其充分混匀。

6. 冷冻抗凝血液样本解冻后混合不当。解决办法：冷冻抗凝血液需提前在室温下放置，融化混匀。

7. 起始物料的储存不当。解决办法：使用新鲜或妥善保存的样本（避免反复冻融）。

8. 样本投入量多。解决办法：血液体积大于或小于200 μL，蛋白酶K、裂解缓冲液和异丙醇与磁珠混合物的用量需按比例调整。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1. 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A2部分的解决方案。

2. 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3. 存在盐离子残留。解决办法：严格按说明书操作顺序加入漂洗缓冲液。 

4. DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260 nm处测定DNA浓度，精确控制使用量

DNA纯度偏低（A260/A280比值较低）的常见原因及解决方案：

1. 乙醇残留导致比值偏低。解决办法：洗脱前确保乙醇完全挥发。 

2. 蛋白质残留。解决办法：确保漂洗缓冲液1和漂洗缓冲液2使用前应按试剂瓶标签加入无水乙醇。

3. 盐离子残留影响测量。解决办法：确保结合和漂洗缓冲液洗涤后完全清除上清，必要时用细枪头吸尽残留液体。

4. 未校正背景值造成偏差。解决办法：必须测定320 nm吸光度，并从260 nm和280 nm读数中扣除该背景值。

5. 水洗脱导致pH不稳定。解决办法：避免使用纯水洗脱，建议采用洗脱缓冲液维持稳定pH值。

磁珠悬浮液严禁冰冻或离心，否则可能造成不可逆的损伤，使用前需充分振荡混匀以确保均匀性。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用洗脱缓冲液洗脱，并于-20℃保存。

CWY005S的DNA提取得率较高，但纯度可能稍逊于CWY129S。

预装型产品专为自动化流程设计，手动操作可行但需注意：

1. 需自行转移试剂，操作繁琐且耗时；

2. 得率和纯度可能略低于自动化提取。

原因：样本质量不佳；磁珠吸附或洗涤步骤不彻底。解决方法：对于样本处理，新鲜样本应尽快处理或-70℃冻存，避免反复冻融；实验操作上需特别注意异丙醇和磁珠的规范处理，包括移液枪吹吸混匀、充分涡旋振荡20秒使其均匀混合，严格按照说明书要求放置96孔板，完整执行所有洗涤步骤，特别要注意在仪器运行23分钟暂停时及时加入异丙醇-磁珠混合液并确保异丙醇-磁珠混物充分混匀。

适用于动物组织（如脾脏、肌肉等）、全血、细菌（革兰氏阳性/阴性菌）和培养细胞等样本的高分子量DNA（50~200 kb）提取。

DNA在下游应用中表现不佳通常由以下原因导致：

1. 洗脱液中DNA含量极低。解决办法：请参考前文A2部分的解决方案。

2. 洗脱液中存在磁珠残留。解决办法：微量磁珠残留通常不影响实验结果。如需进一步去除，可将含有洗脱液的离心管试管置于磁力架上吸附后，小心转移上清至新管。

3. 存在盐离子残留。解决办法：严格按顺序添加Buffer EB和Buffer TB，并确保洗涤步骤中彻底去除Buffer DW。必要时可用细尖移液枪头吸尽残留液体 。

4. DNA用量过多影响下游实验。解决办法：过量DNA可能抑制酶反应，建议使用分光光度计在260nm处测定DNA浓度，精确控制使用量。

5. 组织来源DNA发生降解。解决办法：样本量过大可能导致裂解不充分，使内源DNA酶未被完全灭活，建议减少起始样本量。

DNA纯度偏低（A260/A280比值较低）的常见原因及解决方案：

1. 乙醇残留导致比值偏低。解决办法：最后洗涤步骤需彻底去除乙醇，严格按说明书用Buffer EB冲洗磁珠。

2. 盐离子残留影响测量。解决办法：确保结合和Buffer DW洗涤后完全清除上清，必要时用细枪头吸尽残留液体。

3. 未校正背景值造成偏差。解决办法：必须测定320 nm吸光度，并从260 nm和280 nm读数中扣除该背景值。

4. 水洗脱导致pH不稳定。解决办法：避免使用纯水洗脱，建议采用Buffer EB等缓冲液维持稳定pH值。

Magbeads G严禁冰冻和离心，使用前需涡旋振荡30秒混匀。 

操作过程中需轻柔混匀（避免剧烈震荡或涡旋），减少剪切力。

可以提，但由于cfDNA本身含量较少，且红细胞裂解后释放的核酸酶会降解cfDNA。建议使用专门的试剂盒进行提取。

DNA产量低通常由以下原因导致，请根据实际情况优化操作：

1. 缓冲液储存温度低（＜15℃），可能会导致形成沉淀。解决办法：用前请先检查Buffer ATL、Buffer AL是否出现结晶或沉淀，如有结晶或沉淀，可在37℃水浴几分钟，溶液恢复澄清。若因温度原因，仍有结晶和沉淀，可继续37℃水浴，直至溶液恢复澄清。

2. 缓冲液蒸发。解决办法：确保缓冲液密封保存，避免蒸发。

3. 磁珠未充分混匀。解决办法：使用磁珠时，需充分涡旋混匀至少30秒以混匀磁珠，每加6-10个样本再次涡旋10秒。

4. 样本裂解不完全。解决办法：适当延长Proteinase K的孵育时间。

5. 冻存血液样本解冻后混合不当。解决办法：在37℃水浴中快速解冻冷冻血液样本，并轻微搅拌，以确保充分混合

6. 由于不溶物堵塞枪头。解决办法：为了去除不溶性物质，将样品在20,000×g下离心3分钟，并将上清转移到新的样品管中。

7. 起始物料的储存不当。解决办法：使用新鲜或妥善保存的样本（避免反复冻融）。

8. 样本投入量太多。解决办法：减少样本的投入量。

9. Buffer EB冲洗期间DNA丢失。解决办法：当磁珠被磁铁分离吸弃溶液时，避免接触到磁珠。

使用脉冲场电泳（PFGE），条件：1%琼脂糖，0.5×TBE，6 V/cm，脉冲时间1-25 秒，电泳16小时。

（1）裂解不完全：适当延长步骤4孵育时间，在孵育期间增加颠倒混匀次数；

（2）样品量太多：调整样品投入量，并按照不同体积对应提取方案提取。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用Buffer GE洗脱，并于-20℃保存。

完成步骤1后，可向其中加入4 μL RNase A（100 mg/mL）溶液，震荡15秒，室温放置5分钟。RNase A本试剂盒并未提供，如需要可单独向本公司订购，货号：CW0601S。

不可以。

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白、血红素或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：使用前请检查Buffer GL是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，请将Buffer GL于56℃水浴孵育重新溶解。

2) 彻底洗涤：对难处理的血液样本（如小鼠、猴子），重复Buffer GW1洗涤步骤，以彻底去除血红素。 

3) 去除乙醇残留：吸附柱空离2分钟后将吸附柱置于室温数分钟，以彻底晾干。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：RNA残留或核酸降解。

解决方法：

1) 完成步骤1后，可向其中加入4 μL RNase A（100 mg/mL）溶液，震荡15秒，室温放置5 分钟。RNase A本试剂盒并未提供，如需要可单独向本公司订购，货号：CW0601S。

2) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

3) 优化洗脱：改用Buffer GE洗脱，减少小片段核酸干扰。

（1）应尽可能选择新鲜的样本；

（2）样本起始投入量不要超过所用方法的起始量标准；

（3）样品保存时要尽可能的避免反复冻融；

（4）样本应进行充分裂解：样品与Buffer GL及Proteinase K混匀不充分，重新提取血液样品并振荡使样品与Buffer GL及Proteinase K及时充分混匀，适当延长孵育时间，在孵育期间增加颠倒混匀次数；

（5）Buffer GW1和Buffer GW2中无水乙醇添加量不准确，应按照试剂瓶标签正确添加无水乙醇；

（6）洗脱不充分：使用柱式试剂盒对 DNA 产物洗脱的时候，预热洗脱液并滴加在膜中央位置，尽可能的覆盖整个吸附膜，增加洗脱体积或者二次洗脱也可增加产量。

不能。

若Buffer GL出现沉淀，请将Buffer GL于56℃水浴至重新溶解。

可以提，但由于cfDNA本身含量较少，且红细胞裂解后释放的核酸酶会降解cfDNA。建议使用专门的试剂盒进行提取。

适用于新鲜全血（如人、小鼠、大鼠等哺乳动物血液），也可用于经胰酶消化后的组织细胞悬液（需先离心收集细胞）。

原因：裂解时间不足（需确保冰上孵育15分钟，中途混匀两次）；血液与裂解液比例不正确（标准比例为1:3，如1 mL全血加3 mL裂解液）。

可以，但需注意从步骤6开始使用无RNase的溶液进行。

DNA产量低通常可通过以下方法解决：

1. 样本处理

（1）样本反复冻融：血液样品反复冻融，会导致提取的DNA片段较小。且提取量下降。所得基因组DNA也应尽可能避免反复冻融，以免降解。

（2）凝血样本处理：仅使用未凝固部分，凝固部分会影响裂解效果。

（3）充分混匀：加入Buffer FG1后必须涡旋混匀至沉淀完全分散。

2. 实验操作

（1）沉淀回收：弃上清时缓慢倾倒，必要时延长离心时间（如12,000×g离心10分钟）。

（2）沉淀充分：异丙醇加入后至少颠倒混匀20次，白细胞含量低时更需充分混合。

（3）适度干燥：避免过度干燥导致DNA难于溶解。

3. 实验优化

（1）Buffer FG2/Proteinase K混合液需现配现用（1小时内）。

（2）DNA未完全溶解时可65℃延长孵育或室温过夜。

不可以。

主要时以下两方面原因：

1.蛋白去除不彻底。需确保Proteinase K按说明书正确配制，FG2/蛋白酶K混合液应现配现用并在1小时内使用，65℃处理至样本变橄榄绿色，必要时可  延长处理时间。

2.存在乙醇残留。乙醇洗涤后，沉淀至少干燥5分钟，但要避免过度干燥。

（1）短期保存：已加入抗凝剂的血液样品可在2-8℃储存最多10天，对于某些实验例如Southern杂交等，需要得到完整全长的基因组DNA，请将血液样品在2-8℃储存不超过3天，此时基因组DNA的降解程度较轻。

（2）长期保存：已加入抗凝剂的血液请置于-70℃保存（如果提取的是高分子量的DNA，推荐使用EDTA作为抗凝剂）。

（1）裂解不完全：适当延长步骤6孵育时间，在孵育期间增加颠倒混匀次数；

（2）样品量太多：调整样品投入量，并按照不同体积对应提取方案提取。

若下游实验对pH值或EDTA敏感，可采用灭菌水作为洗脱液。使用前需调节水的pH值至7.0-8.5（可用NaOH调节），pH值低于7.0会显著降低洗脱效率。如需长期保存洗脱产物，推荐使用Buffer GE洗脱，并于-20℃保存。

完成步骤3后，可向其中加入4 μL RNase A（100mg/mL）溶液，震荡15 秒，室温放置5分钟。RNase A本试剂盒并未提供，如需要可单独向本公司订购，货号：CW0601S。

不可以。

1. A260/A280比值低（<1.7）。原因：蛋白、血红素或乙醇残留导致污染。解决方法：

1) 确保裂解充分：使用前请检查Buffer GL是否出现结晶或者沉淀，如有结晶或者沉淀，请将Buffer GL于56℃水浴孵育重新溶解。

2) 彻底洗涤：对难处理的血液样本（如小鼠、猴子），重复Buffer GW1洗涤步骤，以彻底去除血红素。 

3) 去除乙醇残留：吸附柱空离2分钟后将吸附柱置于室温数分钟，以彻底晾干。

2. A260/A280比值高（>2.0）。原因：RNA残留或核酸降解。

解决方法：

1) 完成步骤3后，可向其中加入4 μL RNase A（100 mg/mL）溶液，震荡15 秒，室温放置5 分钟。RNase A本试剂盒并未提供，如需要可单独向本公司订购，货号：CW0601S。

2) 避免降解：使用新鲜样本，避免样本反复冻融。

3) 优化洗脱：改用Buffer GE洗脱，减少小片段核酸干扰。

（1）应尽可能选择新鲜的样本；

（2）样本起始投入量不要超过所用方法的起始量标准；

（3）样品保存时要尽可能的避免反复冻融；

（4）样本应进行充分裂解：样品与Buffer GL及Proteinase K混匀不充分，重新提取血液样品并振荡使样品与Buffer GL及Proteinase K及时充分混匀，适当延长孵育时间，在孵育期间增加颠倒混匀次数；

（5）Buffer GW1和Buffer GW2中无水乙醇添加量不准确或漏加，应按照试剂瓶标签正确添加无水乙醇；

（6）洗脱不充分：使用柱式试剂盒对 DNA 产物洗脱的时候，预热洗脱液并滴加在膜中央位置，尽可能的覆盖整个吸附膜，增加洗脱体积或者二次洗脱也可增加产量。

不能。

若Buffer GL出现沉淀，请将Buffer GL于56℃水浴至重新溶解。

可以提，但由于cfDNA本身含量较少，且红细胞裂解后释放的核酸酶会降解cfDNA。建议使用专门的试剂盒进行提取。

适用于动物组织或哺乳动物细胞的高效裂解，可以有效提取细胞核、细胞膜和胞浆蛋白。

适用于蛋白质定量、Western Blot（WB）、免疫沉淀（IP）等检测分析实验。

该物质主要为基因组DNA-蛋白质复合物，属正常现象。若目标蛋白不与DNA紧密结合，离心后取上清即可；若需检测紧密结合的核蛋白，建议超声处理后离心取上清。

根据目标蛋白的定位和性质选择。

RIPA裂解液（强）：去垢剂强度高，能更彻底地裂解细胞核膜，提取核/膜蛋白等难溶性蛋白的效率更高，但可能破坏部分蛋白质间的相互作用。

RIPA裂解液（中）：去垢剂强度温和，能有效裂解细胞膜和胞浆，同时对细胞核膜的作用较温和，有助于保持蛋白质的天然活性和相互作用，适用于常规蛋白提取及免疫沉淀实验。

蛋白降解通常因未抑制蛋白酶活性所致。建议在使用前于裂解液中添加蛋白酶抑制剂混合物（CW2200S），并在冰上操作以维持低温环境。

磷酸化水平低通常源于样本中磷酸酶的降解作用。建议在裂解前添加专用的磷酸酶抑制剂混合物（CW2383S），并确保操作全程低温，以有效保护磷酸化修饰。

适用于提取动物组织或哺乳动物细胞的可溶性蛋白，可以提取细胞核、细胞膜和胞浆蛋白。

适用于蛋白质定量、Western Blot（WB）、免疫沉淀（IP）等检测分析实验。

该物质主要为基因组DNA-蛋白质复合物，属正常现象。若目标蛋白不与DNA紧密结合，离心后取上清即可；若需检测紧密结合的核蛋白，建议超声处理后离心取上清。

根据目标蛋白的定位和性质选择。

RIPA裂解液（强）：去垢剂强度高，能更彻底地裂解细胞核膜，提取核/膜蛋白等难溶性蛋白的效率更高，但可能破坏部分蛋白质间的相互作用。

RIPA裂解液（中）：去垢剂强度温和，能有效裂解细胞膜和胞浆，同时对细胞核膜的作用较温和，有助于保持蛋白质的天然活性和相互作用，适用于常规蛋白提取及免疫沉淀实验。

蛋白降解通常因未抑制蛋白酶活性所致。建议在使用前于裂解液中添加蛋白酶抑制剂混合物（CW2200S），并在冰上操作以维持低温环境。

磷酸化水平低通常源于样本中磷酸酶的降解作用。建议在裂解前添加专用的磷酸酶抑制剂混合物（CW2383S），并确保操作全程低温，以有效保护磷酸化修饰。

本品不含EDTA。

本品为广谱性抑制剂，适用于常规细胞或组织蛋白提取，能有效抑制多种蛋白酶活性，可用于Western Blot、IP等下游实验。

不影响，蛋白酶抑制剂不会干扰带有His标签蛋白与镍柱的结合及纯化过程。

本品需-20℃保存。常温放置长时间可能引起部分成分失效，建议勿继续使用，以免影响实验结果。

原位杂交样本制备；核酸纯化等实验蛋白质的切割清除。

本品中带有Storage Buffer，溶解后的Protein ase K浓度为20 mg/mL，-20℃长期保存。避免反复冻融，以免影响其活性。

可通过高温灭活（95°C 加热 10 分钟）或使用特异性抑制剂（如 PMSF）。在核酸提取流程中，通常经离心柱纯化即可有效去除，无需单独灭活步骤。

本品不含EDTA。

本品为广谱性抑制剂，适用于绝大多数细胞或组织样本的蛋白提取过程，能有效抑制多种磷酸酶活性，可用于Western Blot、IP等下游实验。

不影响，磷酸酶抑制剂不会干扰带有His标签蛋白与镍柱的结合及纯化过程。

低温下出现结晶属正常现象，不影响产品活性。建议将产品置于室温或37-50℃水浴中温和加热（用涡旋振荡仪辅助混匀），直至结晶完全溶解并混匀即可正常使用。

可以，建议联合使用。磷酸化蛋白极易被蛋白酶降解，两者协同作用（共同添加到裂解液中）可最大程度保持蛋白质的完整性和修饰状态。

是的，需配备全自动核酸提取仪、振荡混匀仪、离心机等设备。若采用负压抽滤方式，还需真空泵和抽滤装置。

无需担心。运输过程中磁珠沉淀属正常现象，不影响产品性能。建议使用前颠倒数次使磁珠重悬。

振荡过于剧烈，导致基因组DNA断裂。

可以，该试剂盒提取的质粒纯度满足转化、酶切、PCR等需求。

可以。最好按照标准存放。

（1）储存温度不当或超出有效期：已加入RNase A的Buffer P1长时间室温放置可能会出现酶活下降，使用后应及时放回2 ~ 8℃。

（2）菌液体积过高：由于菌体数量过多，导致Buffer P1中RNase A不足以消化菌体中的RNA，建议减少菌液体积进行实验。

本试剂盒未包含去内毒素步骤，提取产物可能影响转染效率。如需进行细胞转染实验，建议选用专门去内毒素的EndoFree Plasmid Mini Kit（CW2106S）进行DNA提取。

不可以，因为酵母是真菌，细胞壁比大肠杆菌（细菌）的更厚，因此使用CW3083S更难裂解，建议使用Yeast Plasmid Mini Kit（CW0509S ）提取。

在质粒条带上方出现的拖尾现象可能表明质粒提取物中存在基因组DNA污染。虽然这种情况并不常见，但基因组DNA可能在裂解过程中被剪切并与质粒共同纯化。加入Buffer P2后剧烈摇晃或涡旋可能会产生断裂的基因组DNA，应避免这种情况。如果裂解液非常粘稠且混合不均匀，建议减少小提实验使用的细胞起始量。

A260/280比值通过比较核酸最大吸收峰260nm与蛋白质最大吸收峰280nm的吸光度值，可评估所洗脱DNA的相对纯度。若中和反应不充分或洗涤步骤不完全，可能导致过量蛋白质残留在基质中并与DNA共同洗脱。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。

推荐每孔750~1500 μL菌液。若菌液浓度低，可离心后合并菌体，但需确保最终体积不超过深孔板容量。

未变紫色：裂解不充分，检查Buffer P2是否失效或菌量过多；未变黄色：中和不完全，增加Buffer P3用量或混匀时间。

（1）菌体量不足或培养时间过短；

（2）质粒拷贝数低（如pBR322衍生载体）；

（3）裂解或中和不充分。

可以，但需自行转移裂解液至样本板，且效率较低。

非必需，但建议添加颜色指示剂（CWRed/CWRed-L）以监控实验进程：

（1） 添加指示剂的P1溶液呈红色；

（2） 加入P2后溶液变为均一紫色，表明细胞充分裂解；

（3） 加入P3后溶液转为均一黄色，表明中和反应完成。

（1）菌体量问题：确保菌液量≥600 μL，培养时间充足。若菌液超过600 μL需离心浓缩，避免超过吸附柱载量；

（2）裂解不完全：加入Buffer L2后需温和颠倒混匀8-10次至溶液变澄清紫色，裂解时间不超过2分钟。若未澄清，减少菌体量或分多管处理；

（3）洗脱条件不佳：使用预热至65℃-75℃的Buffer EB洗脱，室温静置2分钟再离心。可重复洗脱提高产量；

（4）操作错误：确保Buffer PW已按照试剂瓶标签说明的体积加入无水乙醇；避免吸入沉淀导致柱堵塞；

（5）质粒特性影响：低拷贝质粒可增加菌液量至3 mL并按扩展步骤操作；大质粒（＞10 kb）需轻柔裂解以减少DNA剪切。

需离心浓缩菌体，弃上清后用600 μL重悬，再按标准步骤操作。若菌液量大于3 mL，可分批处理。

37℃水浴混匀至澄清后使用。

加入Buffer L2后应温和混匀，不要剧烈震荡，以免打断基因组DNA。此

步骤所用时间应不超过2分钟，避免质粒受到破坏。

导致RNA污染，需补加RNase A至Buffer N3（终浓度100 μg/mL），混匀后2-8℃保存。

可以，该试剂盒提取的质粒纯度满足转化、酶切、PCR等需求。

乙醇残留。Buffer PW 洗涤后应尽量离心去除残留的液体，待硅胶膜完全干燥后再加入洗脱缓冲液。

不可以，因为酵母是真菌，细胞壁比大肠杆菌（细菌）的更厚，因此使用CW2619M更难裂解，建议使用Yeast Plasmid Mini Kit（CW0509S ）提取。

可以。最好按照标准存放。

（1）储存温度不当或超出有效期：已加入RNase A的Buffer N3长时间室温放置可能会出现酶活下降，使用后应及时放回2- 8℃。

（2）菌液体积过高：由于菌体数量过多，导致Buffer N3中RNase A不足以消化菌体中的RNA，建议减少菌液体积进行实验。

本试剂盒未包含去内毒素步骤，提取产物可能影响转染效率。如需进行细胞转染实验，建议选用专门去内毒素的EndoFree Plasmid Mini Kit（CW2106S）进行DNA提取。

可以使用水从离心柱中洗脱 DNA。为了达到最佳洗脱效率，请确保水为无核酸酶（nuclease-free）且 pH 值在 7-8.5 之间。如果需长期保存 DNA，建议使用试剂盒提供的 DNA 洗脱缓冲液。

在质粒条带上方出现的拖尾现象可能表明质粒提取物中存在基因组DNA污染。虽然这种情况并不常见，但基因组DNA可能在裂解过程中被剪切并与质粒共同纯化。加入Buffer P2后剧烈摇晃或涡旋可能会产生断裂的基因组DNA，应避免这种情况。如果裂解液非常粘稠且混合不均匀，建议减少小提实验使用的细胞起始量。

A260/280比值通过比较核酸最大吸收峰260nm与蛋白质最大吸收峰280nm的吸光度值，可评估所洗脱DNA的相对纯度。若中和反应不充分或洗涤步骤不完全，可能导致过量蛋白质残留在基质中并与DNA共同洗脱。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。

若所提质粒拷贝数较低或大于10 kb的大质粒，可加大菌体使用量，同时按照比例增加Buffer P1、Buffer P2、Buffer E3的用量保证菌体可以被完全裂解，洗脱缓冲液Endo-Free Buffer EB应在65℃-70 ℃水浴锅预热，同时在吸附和洗脱时可以适当地延长时间，以增加提取效率。

（1）质粒拷贝数：载体因拷贝数差异会造成质粒产量明显的波动。高拷贝数的载体常有2-3倍的产量波动，(每毫升培养过夜的菌液，高拷贝数的质粒载体产量为3-16 μg)。长片段质粒和表达型载体常以中低拷贝数为主，每毫升菌液的产量约为0.5~2 μg。

◇低拷贝质粒：pBR322, pACYC 及其衍生载体，pSC101 及其衍生载体，SuperCos, pWE15；

◇高拷贝质粒：pTZ, pUC, pBS, pGM-T；

（2）菌种问题：菌种保存过程中存在质粒丢失现象，培养细菌前最好先划线活化，以稳定产量。

（3） 细菌未充分裂解：细菌须在Buffer P1/RNase A 中充分重悬，成团的细菌因无法裂解会降低产量。

（4） 试剂准备有误：Buffer P2、Buffer E3有沉淀析出，需37℃水浴几分钟至清亮方可使用；Buffer PW加入乙醇体积不准确(使用前应按照试剂瓶标签的说明在Buffer PW中加入无水乙醇)。

（5）将Endo-Free Buffer EB预热至65℃-70 ℃，并重复二次洗脱。

（6）培养时间过长或在 2-8℃保存时间过长会明显降低产量，建议使用新鲜的菌液。

37℃水浴混匀至澄清后使用。

加入Buffer P2后应温和混匀，不要剧烈震荡，以免打断基因组DNA。此步骤所用时间应不超过5分钟，避免质粒受到破坏。

导致RNA污染，需补加RNase A至Buffer P1（终浓度200 μg/mL），混匀后2-8℃保存。

Buffer PW 洗涤后应尽量离心去除残留的液体，待硅胶膜完全干燥后再加入洗脱缓冲液。

不可以，因为酵母是真菌，细胞壁比大肠杆菌（细菌）的更厚，因此使用CW2581S更难裂解，建议使用Yeast Plasmid Mini Kit（CW0509S ）提取。

可以。最好按照标准存放。

（1）储存温度不当或超出有效期：已加入RNase A的Buffer P1长时间室温放置可能会出现酶活下降，使用后应及时放回2 ~ 8℃。

（2）菌液体积过高：由于菌体数量过多，导致Buffer P1中RNase A不足以消化菌体中的RNA，建议减少菌液体积进行实验。

可以，该试剂盒提取的质粒纯度满足测序、PCR、酶切和转染等需求。

可以使用无菌无内毒素的核酸酶游离水（pH 7.0-8.5）从离心柱中洗脱DNA，以获得最佳洗脱效率。如需长期保存DNA，推荐使用试剂盒配套的DNA洗脱缓冲液。

在质粒条带上方出现的拖尾现象可能表明质粒提取物中存在基因组DNA污染。虽然这种情况并不常见，但基因组DNA可能在裂解过程中被剪切并与质粒共同纯化。加入Buffer P2后剧烈摇晃或涡旋可能会产生断裂的基因组DNA，应避免这种情况。如果裂解液非常粘稠且混合不均匀，建议减少实验使用的细胞起始量。

A260/280比值通过比较核酸最大吸收峰260nm与蛋白质最大吸收峰280nm的吸光度值，可评估所洗脱DNA的相对纯度。若中和反应不充分或洗涤步骤不完全，可能导致过量蛋白质残留在基质中并与DNA共同洗脱。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。

虽然Endo-Remover FX能去除样品中绝大部分内毒素，但无法保证回收的DNA完全不含内毒素。需要说明的是，我们已成功使用该试剂盒回收的质粒DNA转染多种耐受性强的细胞系。尽管其他供应商可能宣称其小提试剂盒"无内毒素"，但通常仍可检测到微量内毒素存在。

待白色絮状沉淀浮于上层再缓慢推动推柄过滤

为确保实验材料无内毒素污染，建议遵循以下操作规范：首选经认证的无热原/内毒素一次性塑料耗材（市售多种品牌可选），避免使用玻璃器皿—因其表面易吸附内毒素且常规清洗和高压灭菌均无法有效清除（若必须使用玻璃器皿，需180℃干热过夜处理）。特别注意曾接触细菌的灭菌锅会造成玻璃器皿二次污染。

柱平衡是通过Buffer PS预处理吸附柱，目的是激活硅基质膜，提高其对质粒DNA的结合效率，从而提升最终产物的纯度和得率。

若所提质粒拷贝数较低，可加大菌体使用量，同时按照比例增加Buffer RES、Buffer LYS、Buffer NEU的用量保证菌体可以被完全裂解，洗脱缓冲液Buffer ELU应在65℃水浴锅预热，同时在吸附和洗脱时可以适当地延长时间，以增加提取效率。若试剂盒中RES、LYS和NEU溶液不能满足实际用使用量是，客户可直接购买本公司的成品溶液和抽滤杯（COWIN-filter Giga Cartridge）。

（1）质粒拷贝数：载体因拷贝数差异会造成质粒产量明显的波动。高拷贝数的载体常有2-3倍的产量波动，(每毫升培养过夜的菌液，高拷贝数的质粒载体产量为3-16 μg)。长片段质粒和表达型载体常以中低拷贝数为主，每毫升菌液的产量约为0.5~2 μg。

◇低拷贝质粒：pBR322, pACYC 及其衍生载体，pSC101 及其衍生载体，SuperCos, pWE15；

◇高拷贝质粒：pTZ, pUC, pBS, pGM-T；

（2）菌种问题：菌种保存过程中存在质粒丢失现象，培养细菌前最好先划线活化，以稳定产量。

（3） 细菌未充分裂解：细菌须在Buffer RES/RNase A 中充分重悬，成团的细菌因无法裂解会降低产量。

（4） 试剂准备有误：Buffer LYS、Buffer NEU有沉淀析出，需37℃水浴几分钟至清亮方可使用（请勿剧烈晃动Buffer LYS）；Endo-Free Buffer PW1加入乙醇体积不准确(使用前应按照试剂瓶标签的说明在Endo-Free Buffer PW1中加入无水乙醇)。

（5）实验操作不当：在异丙醇沉淀步骤中，由于形成的玻璃状DNA沉淀往往不易观察且松散附着于管壁，极易在后续操作中丢失。建议实验人员严格遵循本产品的《产品说明书》的标准流程进行实验操作。

（5）将Buffer ELU预热至65℃，并重复二次洗脱。

（6）培养时间过长或在 2-8℃保存时间过长会明显降低产量，建议使用新鲜的菌液。

（7）对于难处理的DNA沉淀，可尝试降低离心速度或改用预冷70%乙醇进行轻柔洗涤等优化措施。

37℃水浴混匀至澄清后使用，请勿剧烈晃动Buffer LYS。

加入Buffer LYS后应温和混匀，不要剧烈震荡，以免打断基因组DNA。此步骤所用时间应不超过5分钟，避免质粒受到破坏。

导致RNA污染，需补加RNase A至Buffer RES（终浓度200 μg/mL），混匀后2-8℃保存。

Endotoxin-free Buffer PW1 洗涤后可延长干燥时间，待质粒DNA沉淀表面乙醇挥发完全后再加入Buffer TE-EF或Endotoxin-free H₂O。

不可以，因为酵母是真菌，细胞壁比大肠杆菌（细菌）的更厚，因此使用CW2116M更难裂解，建议使用Yeast Plasmid Mini Kit（CW0509S ）提取。

可以。最好按照标准存放。

（1）储存温度不当或超出有效期：已加入RNase A的Buffer RES长时间室温放置可能会出现酶活下降，使用后应及时放回2 ~ 8℃。

（2）菌液体积过高：由于菌体数量过多，导致Buffer RES中RNase A不足以消化菌体中的RNA，建议减少菌液体积进行实验。

可以，该试剂盒提取的质粒纯度满足测序、PCR、酶切和转染等需求。

通过轻微加热溶液（例如37℃孵育）并延长溶解时间来重新溶解DNA。

在质粒条带上方出现的拖尾现象可能表明质粒提取物中存在基因组DNA污染。虽然这种情况并不常见，但基因组DNA可能在裂解过程中被剪切并与质粒共同纯化。加入Buffer LYS后剧烈摇晃或涡旋可能会产生断裂的基因组DNA，应避免这种情况。如果裂解液非常粘稠且混合不均匀，建议减少实验使用的细胞起始量。

A260/280比值通过比较核酸最大吸收峰260nm与蛋白质最大吸收峰280nm的吸光度值，可评估所洗脱DNA的相对纯度。若中和反应不充分或洗涤步骤不完全，可能导致过量蛋白质残留在基质中并与DNA共同洗脱。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。

虽然Buffer ETR能去除样品中绝大部分内毒素，但无法保证回收的DNA完全不含内毒素。需要说明的是，我们已成功使用该试剂盒回收的质粒DNA转染多种耐受性强的细胞系。尽管其他供应商可能宣称其小提试剂盒"无内毒素"，但通常仍可检测到微量内毒素存在。

负压抽滤装置（含收集瓶）、离心机、无热原耗材（吸头、离心管等）。

为确保实验材料无内毒素污染，建议遵循以下操作规范：首选经认证的无热原/内毒素一次性塑料耗材（市售多种品牌可选），避免使用玻璃器皿—因其表面易吸附内毒素且常规清洗和高压灭菌均无法有效清除（若必须使用玻璃器皿，需180℃干热过夜处理）。特别注意曾接触细菌的灭菌锅会造成玻璃器皿二次污染。

关键确保菌液与Buffer RES/LYS充分混合裂解。不完全混合会导致裂解液粘稠，进而堵塞滤膜基质。建议：（1）加入Buffer RES后完全重悬细胞；（2）加入Buffer LYS后充分混匀；（3）Buffer NEU加入后充分混合使细胞碎片形成白色沉淀上浮。若白色沉淀未上浮，可用无菌枪头将其从管壁剥离，否则会积聚在滤膜上导致堵塞。使用CWBlue试剂可确保获得最佳混合效果。

Buffer EQU是平衡液，其中的表面活性剂降低了溶液表面张力，使得COWIN-TIP 500柱中的溶液易于形成重力流，进而便于完全排尽柱中溶液。

主要步骤依赖重力流层析（无需离心机），但菌液收集和质粒浓缩时需离心（≥15,000×g）。

非必需，但建议添加以便监控裂解（变蓝色）和中和（无色+白色沉淀）效果。

若所提质粒拷贝数较低，可加大菌体使用量，同时按照比例增加Buffer RES、Buffer LYS、Buffer NEU的用量保证菌体可以被完全裂解，洗脱缓冲液Buffer ELU应在65℃水浴锅预热，同时在吸附和洗脱时可以适当地延长时间，以增加提取效率。若试剂盒中RES、LYS和NEU溶液不能满足实际用使用量是，客户可直接购买本公司的成品溶液和抽滤杯（COWIN-filter Mega Cartridge）。

（1）质粒拷贝数：载体因拷贝数差异会造成质粒产量明显的波动。高拷贝数的载体常有2-3倍的产量波动，(每毫升培养过夜的菌液，高拷贝数的质粒载体产量为3-16 μg)。长片段质粒和表达型载体常以中低拷贝数为主，每毫升菌液的产量约为0.5~2 μg。

◇低拷贝质粒：pBR322, pACYC 及其衍生载体，pSC101 及其衍生载体，SuperCos, pWE15；

◇高拷贝质粒：pTZ, pUC, pBS, pGM-T；

（2）菌种问题：菌种保存过程中存在质粒丢失现象，培养细菌前最好先划线活化，以稳定产量。

（3） 细菌未充分裂解：细菌须在Buffer RES/RNase A 中充分重悬，成团的细菌因无法裂解会降低产量。

（4） 试剂准备有误：Buffer LYS、Buffer NEU有沉淀析出，需37℃水浴几分钟至清亮方可使用（请勿剧烈晃动Buffer LYS）；Endo-Free Buffer PW1加入乙醇体积不准确(使用前应按照试剂瓶标签的说明在Endo-Free Buffer PW1中加入无水乙醇)。

（5）实验操作不当：在异丙醇沉淀步骤中，由于形成的玻璃状DNA沉淀往往不易观察且松散附着于管壁，极易在后续操作中丢失。建议实验人员严格遵循本产品的《产品说明书》的标准流程进行实验操作。

（5）将Buffer ELU预热至65℃，并重复二次洗脱。

（6）培养时间过长或在 2-8℃保存时间过长会明显降低产量，建议使用新鲜的菌液。

（7）对于难处理的DNA沉淀，可尝试降低离心速度或改用预冷70%乙醇进行轻柔洗涤等优化措施。

37℃水浴混匀至澄清后使用，请勿剧烈晃动Buffer LYS。

加入Buffer LYS后应温和混匀，不要剧烈震荡，以免打断基因组DNA。此步骤所用时间应不超过5分钟，避免质粒受到破坏。

导致RNA污染，需补加RNase A至Buffer RES（终浓度200 μg/mL），混匀后2-8℃保存。

乙醇残留。Endotoxin-free Buffer PW1 洗涤后可延长干燥时间，待质粒DNA沉淀表面乙醇挥发完全后再加入Buffer TE-EF或Endotoxin-free H₂O。

不可以，因为酵母是真菌，细胞壁比大肠杆菌（细菌）的更厚，因此使用CW2115M更难裂解，建议使用Yeast Plasmid Mini Kit（CW0509S ）提取。

可以。最好按照标准存放。

（1）储存温度不当或超出有效期：已加入RNase A的Buffer RES长时间室温放置可能会出现酶活下降，使用后应及时放回2 ~ 8℃。

（2）菌液体积过高：由于菌体数量过多，导致Buffer RES中RNase A不足以消化菌体中的RNA，建议减少菌液体积进行实验。

可以，该试剂盒提取的质粒纯度满足测序、PCR、酶切和转染等需求。

通过轻微加热溶液（例如37℃孵育）并延长溶解时间来重新溶解DNA。

在质粒条带上方出现的拖尾现象可能表明质粒提取物中存在基因组DNA污染。虽然这种情况并不常见，但基因组DNA可能在裂解过程中被剪切并与质粒共同纯化。加入Buffer LYS后剧烈摇晃或涡旋可能会产生断裂的基因组DNA，应避免这种情况。如果裂解液非常粘稠且混合不均匀，建议减少实验使用的细胞起始量。

A260/280比值通过比较核酸最大吸收峰260nm与蛋白质最大吸收峰280nm的吸光度值，可评估所洗脱DNA的相对纯度。若中和反应不充分或洗涤步骤不完全，可能导致过量蛋白质残留在基质中并与DNA共同洗脱。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。

虽然Buffer ETR能去除样品中绝大部分内毒素，但无法保证回收的DNA完全不含内毒素。需要说明的是，我们已成功使用该试剂盒回收的质粒DNA转染多种耐受性强的细胞系。尽管其他供应商可能宣称其小提试剂盒"无内毒素"，但通常仍可检测到微量内毒素存在。

负压抽滤装置（含收集瓶）、离心机、无热原耗材（吸头、离心管等）。

为确保实验材料无内毒素污染，建议遵循以下操作规范：首选经认证的无热原/内毒素一次性塑料耗材（市售多种品牌可选），避免使用玻璃器皿—因其表面易吸附内毒素且常规清洗和高压灭菌均无法有效清除（若必须使用玻璃器皿，需180℃干热过夜处理）。特别注意曾接触细菌的灭菌锅会造成玻璃器皿二次污染。

关键确保菌液与Buffer RES/LYS充分混合裂解。不完全混合会导致裂解液粘稠，进而堵塞滤膜基质。建议：（1）加入Buffer RES后完全重悬细胞；（2）加入Buffer LYS后充分混匀；（3）Buffer NEU加入后充分混合使细胞碎片形成白色沉淀上浮。若白色沉淀未上浮，可用无菌枪头将其从管壁剥离，否则会积聚在滤膜上导致堵塞。使用CWBlue试剂可确保获得最佳混合效果。

Buffer EQU是平衡液，其中的表面活性剂降低了溶液表面张力，使得COWIN-TIP 500柱中的溶液易于形成重力流，进而便于完全排尽柱中溶液。

主要步骤依赖重力流层析（无需离心机），但菌液收集和质粒浓缩时需离心（≥15,000×g）。

非必需，但建议添加以便监控裂解（变蓝色）和中和（无色+白色沉淀）效果。

若所提质粒拷贝数较低，可加大菌体使用量，同时按照比例增加Buffer RES、Buffer LYS、Buffer NEU的用量保证菌体可以被完全裂解，洗脱缓冲液Buffer ELU应在65℃水浴锅预热，同时在吸附和洗脱时可以适当地延长时间，以增加提取效率。若试剂盒中RES、LYS和NEU溶液不能满足实际用使用量是，客户可直接购买本公司的成品溶液和抽滤杯（30 mL Syringes）。

（1）质粒拷贝数：载体因拷贝数差异会造成质粒产量明显的波动。高拷贝数的载体常有2-3倍的产量波动，（每毫升培养过夜的菌液，高拷贝数的质粒载体产量为3-16 μg）。长片段质粒和表达型载体常以中低拷贝数为主，每毫升菌液的产量约为0.5~2 μg。

◇低拷贝质粒：pBR322, pACYC 及其衍生载体，pSC101 及其衍生载体，SuperCos, pWE15；

◇高拷贝质粒：pTZ, pUC, pBS, pGM-T；

（2）菌种问题：菌种保存过程中存在质粒丢失现象，培养细菌前最好先划线活化，以稳定产量。

（3） 细菌未充分裂解：细菌须在Buffer RES/RNase A 中充分重悬，成团的细菌因无法裂解会降低产量。

（4） 试剂准备有误：Buffer LYS、Buffer NEU有沉淀析出，需37℃水浴几分钟至清亮方可使用（请勿剧烈晃动Buffer LYS）；Endo-Free Buffer PW1加入乙醇体积不准确(使用前应按照试剂瓶标签的说明在Endo-Free Buffer PW1中加入无水乙醇)。

（5）实验操作不当：在异丙醇沉淀步骤中，由于形成的玻璃状DNA沉淀往往不易观察且松散附着于管壁，极易在后续操作中丢失。建议实验人员严格遵循本产品的《产品说明书》的标准流程进行实验操作。

（5）将Buffer ELU预热至65℃，并重复二次洗脱。

（6）培养时间过长或在 2-8℃保存时间过长会明显降低产量，建议使用新鲜的菌液。

（7）对于难处理的DNA沉淀，可尝试降低离心速度或改用预冷70%乙醇进行轻柔洗涤等优化措施。

37℃水浴混匀至澄清后使用，请勿剧烈晃动Buffer LYS。

加入Buffer LYS后应温和混匀，不要剧烈震荡，以免打断基因组DNA。此步骤所用时间应不超过5分钟，避免质粒受到破坏。

导致RNA污染，需补加RNase A至Buffer RES（终浓度200 μg/mL），混匀后2-8℃保存。

Endotoxin-free Buffer PW1 洗涤后可延长干燥时间，待质粒DNA沉淀表面乙醇挥发完全后再加入Buffer TE-EF或Endotoxin-free H₂O。

不可以，因为酵母是真菌，细胞壁比大肠杆菌（细菌）的更厚，因此使用CW2114M更难裂解，建议使用Yeast Plasmid Mini Kit（CW0509S ）提取。

可以。最好按照标准存放。

（1）储存温度不当或超出有效期：已加入RNase A的Buffer RES长时间室温放置可能会出现酶活下降，使用后应及时放回2 ~ 8℃。

（2）菌液体积过高：由于菌体数量过多，导致Buffer RES中RNase A不足以消化菌体中的RNA，建议减少菌液体积进行实验。

可以，该试剂盒提取的质粒纯度满足测序、PCR、酶切和转染等需求。

 通过轻微加热溶液（例如37℃孵育）并延长溶解时间来重新溶解DNA。

在质粒条带上方出现的拖尾现象可能表明质粒提取物中存在基因组DNA污染。虽然这种情况并不常见，但基因组DNA可能在裂解过程中被剪切并与质粒共同纯化。加入Buffer LYS后剧烈摇晃或涡旋可能会产生断裂的基因组DNA，应避免这种情况。如果裂解液非常粘稠且混合不均匀，建议减少实验使用的细胞起始量。

A260/280比值通过比较核酸最大吸收峰260nm与蛋白质最大吸收峰280nm的吸光度值，可评估所洗脱DNA的相对纯度。若中和反应不充分或洗涤步骤不完全，可能导致过量蛋白质残留在基质中并与DNA共同洗脱。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。

虽然Buffer ETR能去除样品中绝大部分内毒素，但无法保证回收的DNA完全不含内毒素。需要说明的是，我们已成功使用该试剂盒回收的质粒DNA转染多种耐受性强的细胞系。尽管其他供应商可能宣称其小提试剂盒"无内毒素"，但通常仍可检测到微量内毒素存在。

为确保实验材料无内毒素污染，建议遵循以下操作规范：首选经认证的无热原/内毒素一次性塑料耗材（市售多种品牌可选），避免使用玻璃器皿—因其表面易吸附内毒素且常规清洗和高压灭菌均无法有效清除（若必须使用玻璃器皿，需180℃干热过夜处理）。特别注意曾接触细菌的灭菌锅会造成玻璃器皿二次污染。

关键确保菌液与Buffer RES/LYS充分混合裂解。不完全混合会导致裂解液粘稠，进而堵塞滤膜基质。建议：（1）加入Buffer RES后完全重悬细胞；（2）加入Buffer LYS后充分混匀；（3）Buffer NEU加入后充分混合使细胞碎片形成白色沉淀上浮。若白色沉淀未上浮，可用无菌枪头将其从管壁剥离，否则会积聚在滤膜上导致堵塞；（4）缓慢推动推柄过滤，防止用力过大。使用CWBlue试剂可确保获得最佳混合效果。

Buffer EQU是平衡液，其中的表面活性剂降低了溶液表面张力，使得COWIN-TIP 500柱中的溶液易于形成重力流，进而便于完全排尽柱中溶液。

主要步骤依赖重力流层析（无需离心机），但菌液收集和质粒浓缩时需离心（≥15,000×g）。

非必需，但建议添加以便监控裂解（变蓝色）和中和（无色+白色沉淀）效果。

若所提质粒拷贝数较低或大于10 kb的大质粒，可加大菌体使用量，同时按照比例增加Buffer P1、Buffer P2、Buffer E3的用量保证菌体可以被完全裂解，洗脱缓冲液Endo-Free Buffer EB应在65℃-70 ℃水浴锅预热，同时在吸附和洗脱时可以适当地延长时间，以增加提取效率。

（1）质粒拷贝数：载体因拷贝数差异会造成质粒产量明显的波动。高拷贝数的载体常有2-3倍的产量波动，（每毫升培养过夜的菌液，高拷贝数的质粒载体产量为3-16 μg）。长片段质粒和表达型载体常以中低拷贝数为主，每毫升菌液的产量约为0.5~2 μg；

◇低拷贝质粒：pBR322, pACYC 及其衍生载体，pSC101 及其衍生载体，SuperCos, pWE15；

◇高拷贝质粒：pTZ, pUC, pBS, pGM-T；

（2）菌种问题：菌种保存过程中存在质粒丢失现象，培养细菌前最好先划线活化，以稳定产量；

（3） 细菌未充分裂解：细菌须在Buffer P1/RNase A 中充分重悬，成团的细菌因无法裂解会降低产量；

（4） 试剂准备有误：Buffer P2、Buffer E3有沉淀析出，需37℃水浴几分钟至清亮方可使用；Buffer PW加入乙醇体积不准确（使用前应按照试剂瓶标签的说明在Buffer PW中加入无水乙醇）；

（5）将Endo-Free Buffer EB预热至65℃-70 ℃，并重复二次洗脱；

（6）培养时间过长或在 2-8℃保存时间过长会明显降低产量，建议使用新鲜的菌液。

37℃水浴混匀至澄清后使用。

加入Buffer P2后应温和混匀，不要剧烈震荡，以免打断基因组DNA。此

步骤所用时间应不超过5分钟，避免质粒受到破坏。

导致RNA污染，需补加RNase A至Buffer P1（终浓度160 μg/mL），混匀后2-8℃保存。

乙醇残留。Buffer PW 洗涤后应尽量离心去除残留的液体，待硅胶膜完全干燥后再加入洗脱缓冲液。

不可以，因为酵母是真菌，细胞壁比大肠杆菌（细菌）的更厚，因此使用CW2113M更难裂解，建议使用Yeast Plasmid Mini Kit（CW0509S ）提取。

可以。最好按照标准存放。

（1）储存温度不当或超出有效期：已加入RNase A的Buffer P1长时间室温放置可能会出现酶活下降，使用后应及时放回2 ~ 8℃。

（2）菌液体积过高：由于菌体数量过多，导致Buffer P1中RNase A不足以消化菌体中的RNA，建议减少菌液体积进行实验。

可以，该试剂盒提取的质粒纯度满足测序、PCR、酶切和转染等需求。

可以使用无菌无内毒素的核酸酶游离水（pH 7.0-8.5）从离心柱中洗脱DNA，以获得最佳洗脱效率。如需长期保存DNA，推荐使用试剂盒配套的DNA洗脱缓冲液。

在质粒条带上方出现的拖尾现象可能表明质粒提取物中存在基因组DNA污染。虽然这种情况并不常见，但基因组DNA可能在裂解过程中被剪切并与质粒共同纯化。加入Buffer P2后剧烈摇晃或涡旋可能会产生断裂的基因组DNA，应避免这种情况。如果裂解液非常粘稠且混合不均匀，建议减少实验使用的细胞起始量。

A260/280比值通过比较核酸最大吸收峰260nm与蛋白质最大吸收峰280nm的吸光度值，可评估所洗脱DNA的相对纯度。若中和反应不充分或洗涤步骤不完全，可能导致过量蛋白质残留在基质中并与DNA共同洗脱。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。

虽然Endo-Remover FQ和Buffer ER能去除样品中绝大部分内毒素，但无法保证回收的DNA完全不含内毒素。需要说明的是，我们已成功使用该试剂盒回收的质粒DNA转染多种耐受性强的细胞系。尽管其他供应商可能宣称其小提试剂盒"无内毒素"，但通常仍可检测到微量内毒素存在。

避免倒入大块沉淀，缓慢推动推柄过滤。

为确保实验材料无内毒素污染，建议遵循以下操作规范：首选经认证的无热原/内毒素一次性塑料耗材（市售多种品牌可选），避免使用玻璃器皿—因其表面易吸附内毒素且常规清洗和高压灭菌均无法有效清除（若必须使用玻璃器皿，需180℃干热过夜处理）。特别注意曾接触细菌的灭菌锅会造成玻璃器皿二次污染。

可进行内毒素去除加强版的操作步骤。若Buffer ER出现沉淀，请于37℃加热至完全溶解并充分混匀后使用。加入ER缓冲液后需上下颠倒以确保充分混匀。

柱平衡是通过Buffer PS预处理吸附柱，目的是激活硅基质膜，提高其对质粒DNA的结合效率，从而提升最终产物的纯度和得率。

非必需，但建议添加以便监控裂解（变蓝色）和中和（无色+白色沉淀）效果。

若所提质粒拷贝数较低或大于10 kb的大质粒，可加大菌体使用量，同时按照比例增加Buffer P1、Buffer P2、Buffer E3的用量保证菌体可以被完全裂解，洗脱缓冲液Endo-Free Buffer EB应在65℃-70 ℃水浴锅预热，同时在吸附和洗脱时可以适当地延长时间，以增加提取效率。

（1）质粒拷贝数：载体因拷贝数差异会造成质粒产量明显的波动。高拷贝数的载体常有2-3倍的产量波动，（每毫升培养过夜的菌液，高拷贝数的质粒载体产量为3-16 μg）。长片段质粒和表达型载体常以中低拷贝数为主，每毫升菌液的产量约为0.5~2 μg。

◇低拷贝质粒：pBR322, pACYC 及其衍生载体，pSC101 及其衍生载体，SuperCos, pWE15；

◇高拷贝质粒：pTZ, pUC, pBS, pGM-T；

（2）菌种问题：菌种保存过程中存在质粒丢失现象，培养细菌前最好先划线活化，以稳定产量；

（3） 细菌未充分裂解：细菌须在Buffer P1/RNase A 中充分重悬，成团的细菌因无法裂解会降低产量；

（4） 试剂准备有误：Buffer P2、Buffer E3有沉淀析出，需37℃水浴几分钟至清亮方可使用（请勿剧烈晃动Buffer P2）；Buffer PW加入乙醇体积不准确（使用前应按照试剂瓶标签的说明在Buffer PW中加入无水乙醇）；

（5）将Endo-Free Buffer EB预热至65℃-70 ℃，并重复二次洗脱；

（6）培养时间过长或在 2-8℃保存时间过长会明显降低产量，建议使用新鲜的菌液。

37℃水浴混匀至澄清后使用。

加入Buffer P2后应温和混匀，不要剧烈震荡，以免打断基因组DNA。此

步骤所用时间应不超过5分钟，避免质粒受到破坏。

导致RNA污染，需补加RNase A至Buffer P1（终浓度200 μg/mL），混匀后2-8℃保存。

乙醇残留。Buffer PW 洗涤后应尽量离心去除残留的液体，待硅胶膜完全干燥后再加入洗脱缓冲液。

不可以，因为酵母是真菌，细胞壁比大肠杆菌（细菌）的更厚，因此使用CW2107M更难裂解，建议使用Yeast Plasmid Mini Kit（CW0509S ）提取。

可以。最好按照标准存放。

（1）储存温度不当或超出有效期：已加入RNase A的Buffer P1长时间室温放置可能会出现酶活下降，使用后应及时放回2 ~ 8℃。

（2）菌液体积过高：由于菌体数量过多，导致Buffer P1中RNase A不足以消化菌体中的RNA，建议减少菌液体积进行实验。

可以，该试剂盒提取的质粒纯度满足测序、PCR、酶切和转染等需求。

可以使用无菌无内毒素的核酸酶游离水（pH 7.0-8.5）从离心柱中洗脱DNA，以获得最佳洗脱效率。如需长期保存DNA，推荐使用试剂盒配套的DNA洗脱缓冲液。

在质粒条带上方出现的拖尾现象可能表明质粒提取物中存在基因组DNA污染。虽然这种情况并不常见，但基因组DNA可能在裂解过程中被剪切并与质粒共同纯化。加入Buffer P2后剧烈摇晃或涡旋可能会产生断裂的基因组DNA，应避免这种情况。如果裂解液非常粘稠且混合不均匀，建议减少实验使用的细胞起始量。

A260/280比值通过比较核酸最大吸收峰260nm与蛋白质最大吸收峰280nm的吸光度值，可评估所洗脱DNA的相对纯度。若中和反应不充分或洗涤步骤不完全，可能导致过量蛋白质残留在基质中并与DNA共同洗脱。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。

虽然Endo-Remover FQ和Buffer ER能去除样品中绝大部分内毒素，但无法保证回收的DNA完全不含内毒素。需要说明的是，我们已成功使用该试剂盒回收的质粒DNA转染多种耐受性强的细胞系。尽管其他供应商可能宣称其小提试剂盒"无内毒素"，但通常仍可检测到微量内毒素存在。

避免倒入大块沉淀，缓慢推动推柄过滤。

为确保实验材料无内毒素污染，建议遵循以下操作规范：首选经认证的无热原/内毒素一次性塑料耗材（市售多种品牌可选），避免使用玻璃器皿—因其表面易吸附内毒素且常规清洗和高压灭菌均无法有效清除（若必须使用玻璃器皿，需180℃干热过夜处理）。特别注意曾接触细菌的灭菌锅会造成玻璃器皿二次污染。

可进行内毒素去除加强版的操作步骤。若Buffer ER出现沉淀，请于37℃水浴至完全溶解并充分混匀后使用。加入ER缓冲液后需上下颠倒以确保充分混匀。

柱平衡是通过Buffer PS预处理吸附柱，目的是激活硅基质膜，提高其对质粒DNA的结合效率，从而提升最终产物的纯度和得率。

非必需，但建议添加以便监控裂解（变蓝色）和中和（无色+白色沉淀）效果。

若所提质粒拷贝数较低或大于10 kb的大质粒，可加大菌体使用量，同时按照比例增加Buffer P1、Buffer P2、Buffer E3的用量保证菌体可以被完全裂解，洗脱缓冲液Endo-Free Buffer EB应在65℃-70 ℃水浴锅预热，同时在吸附和洗脱时可以适当地延长时间，以增加提取效率。

（1）质粒拷贝数：载体因拷贝数差异会造成质粒产量明显的波动。高拷贝数的载体常有2-3倍的产量波动，（每毫升培养过夜的菌液，高拷贝数的质粒载体产量为3-16 μg）。长片段质粒和表达型载体常以中低拷贝数为主，每毫升菌液的产量约为0.5~2 μg；

◇低拷贝质粒：pBR322, pACYC 及其衍生载体，pSC101 及其衍生载体，SuperCos, pWE15；

◇高拷贝质粒：pTZ, pUC, pBS, pGM-T；

（2）菌种问题：菌种保存过程中存在质粒丢失现象，培养细菌前最好先划线活化，以稳定产量；

（3） 细菌未充分裂解：细菌须在Buffer P1/RNase A 中充分重悬，成团的细菌因无法裂解会降低产量；

（4） 试剂准备有误：Buffer P2、Buffer E3有沉淀析出，需37℃水浴几分钟至清亮方可使用；Buffer PW加入乙醇体积不准确（使用前应按照试剂瓶标签的说明在Buffer PW中加入无水乙醇）；

（5）将Endo-Free Buffer EB预热至65℃-70 ℃，并重复二次洗脱；

（6）培养时间过长或在 2-8℃保存时间过长会明显降低产量，建议使用新鲜的菌液。

37℃水浴混匀至澄清后使用。

加入Buffer P2后应温和混匀，不要剧烈震荡，以免打断基因组DNA。此步骤所用时间应不超过5分钟，避免质粒受到破坏。

导致RNA污染，需补加RNase A至Buffer P1（终浓度100 μg/mL），混匀后2-8℃保存。

乙醇残留。Buffer PW 洗涤后应尽量离心去除残留的液体，待硅胶膜完全干燥后再加入洗脱缓冲液。

不可以，因为酵母是真菌，细胞壁比大肠杆菌（细菌）的更厚，因此使用CW2106S更难裂解，建议使用Yeast Plasmid Mini Kit（CW0509S ）提取。

可以。最好按照标准存放。

（1）储存温度不当或超出有效期：已加入RNase A的Buffer P1长时间室温放置可能会出现酶活下降，使用后应及时放回2 ~ 8℃。

（2）菌液体积过高：由于菌体数量过多，导致Buffer P1中RNase A不足以消化菌体中的RNA，建议减少菌液体积进行实验。

可以，该试剂盒提取的质粒纯度满足测序、PCR、酶切和转染等需求。

可以使用无菌无内毒素的核酸酶游离水（pH 7.0-8.5）从离心柱中洗脱DNA，以获得最佳洗脱效率。如需长期保存DNA，推荐使用试剂盒配套的DNA洗脱缓冲液。

在质粒条带上方出现的拖尾现象可能表明质粒提取物中存在基因组DNA污染。虽然这种情况并不常见，但基因组DNA可能在裂解过程中被剪切并与质粒共同纯化。加入Buffer P2后剧烈摇晃或涡旋可能会产生断裂的基因组DNA，应避免这种情况。如果裂解液非常粘稠且混合不均匀，建议减少小提实验使用的细胞起始量。

A260/280比值通过比较核酸最大吸收峰260nm与蛋白质最大吸收峰280nm的吸光度值，可评估所洗脱DNA的相对纯度。若中和反应不充分或洗涤步骤不完全，可能导致过量蛋白质残留在基质中并与DNA共同洗脱。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。

虽然Endo-Remover FM能去除样品中绝大部分内毒素，但无法保证回收的DNA完全不含内毒素。需要说明的是，我们已成功使用该试剂盒回收的质粒DNA转染多种耐受性强的细胞系。尽管其他供应商可能宣称其小提试剂盒"无内毒素"，但通常仍可检测到微量内毒素存在。

为确保实验材料无内毒素污染，建议遵循以下操作规范：首选经认证的无热原/内毒素一次性塑料耗材（市售多种品牌可选），避免使用玻璃器皿—因其表面易吸附内毒素且常规清洗和高压灭菌均无法有效清除（若必须使用玻璃器皿，需180℃干热过夜处理）。特别注意曾接触细菌的灭菌锅会造成玻璃器皿二次污染。

柱平衡是通过Buffer PS预处理吸附柱，目的是激活硅基质膜，提高其对质粒DNA的结合效率，从而提升最终产物的纯度和得率。

若所提质粒拷贝数较低或大于10 kb的大质粒，可加大菌体使用量，同时按照比例增加Buffer P1、Buffer P2、Buffer E3的用量保证菌体可以被完全裂解，洗脱缓冲液Endo-Free Buffer EB应在65℃-70 ℃水浴锅预热，同时在吸附和洗脱时可以适当地延长时间，以增加提取效率。

（1）质粒拷贝数：载体因拷贝数差异会造成质粒产量明显的波动。高拷贝数的载体常有2-3倍的产量波动，（每毫升培养过夜的菌液，高拷贝数的质粒载体产量为3-16 μg）。长片段质粒和表达型载体常以中低拷贝数为主，每毫升菌液的产量约为0.5~2 μg；

◇低拷贝质粒：pBR322, pACYC 及其衍生载体，pSC101 及其衍生载体，SuperCos, pWE15；

◇高拷贝质粒：pTZ, pUC, pBS, pGM-T；

（2）菌种问题：菌种保存过程中存在质粒丢失现象，培养细菌前最好先划线活化，以稳定产量；

（3） 细菌未充分裂解：细菌须在Buffer P1/RNase A 中充分重悬，成团的细菌因无法裂解会降低产量；

（4） 试剂准备有误：Buffer P2和Buffer E3有沉淀析出，需37℃水浴几分钟至清亮方可使用（请勿剧烈晃动Buffer P2）；Buffer PW加入乙醇体积不准确（使用前应按照试剂瓶标签的说明在Buffer PW中加入无水乙醇）；

（5）将Endo-Free Buffer EB预热至65℃-70 ℃，并重复二次洗脱；

（6）培养时间过长或在 2-8℃保存时间过长会明显降低产量，建议使用新鲜的菌液。

37℃水浴混匀至澄清后使用，请勿剧烈晃动Buffer P2。

加入Buffer P2后应温和混匀，不要剧烈震荡，以免打断基因组DNA。此

步骤所用时间应不超过5分钟，避免质粒受到破坏。

导致RNA污染，需补加RNase A至Buffer P1（终浓度200 μg/mL），混匀后2-8℃保存。

乙醇残留。Buffer PW 洗涤后应尽量离心去除残留的液体，待硅胶膜完全干燥后再加入洗脱缓冲液。

不可以，因为酵母是真菌，细胞壁比大肠杆菌（细菌）的更厚，因此使用CW2105S更难裂解，建议使用Yeast Plasmid Mini Kit（CW0509S ）提取。

可以。最好按照标准存放。

（1）储存温度不当或超出有效期：已加入RNase A的Buffer P1长时间室温放置可能会出现酶活下降，使用后应及时放回2 ~ 8℃。

（2）菌液体积过高：由于菌体数量过多，导致Buffer P1中RNase A不足以消化菌体中的RNA，建议减少菌液体积进行实验。

可以，该试剂盒提取的质粒纯度满足测序、PCR、酶切和转染等需求。

可以使用无菌无内毒素的核酸酶游离水（pH 7.0-8.5）从离心柱中洗脱DNA，以获得最佳洗脱效率。如需长期保存DNA，推荐使用试剂盒配套的DNA洗脱缓冲液。

在质粒条带上方出现的拖尾现象可能表明质粒提取物中存在基因组DNA污染。虽然这种情况并不常见，但基因组DNA可能在裂解过程中被剪切并与质粒共同纯化。加入Buffer P2后剧烈摇晃或涡旋可能会产生断裂的基因组DNA，应避免这种情况。如果裂解液非常粘稠且混合不均匀，建议减少实验使用的细胞起始量。

A260/280比值通过比较核酸最大吸收峰260nm与蛋白质最大吸收峰280nm的吸光度值，可评估所洗脱DNA的相对纯度。若中和反应不充分或洗涤步骤不完全，可能导致过量蛋白质残留在基质中并与DNA共同洗脱。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。

虽然Endo-Remover FM和Buffer ER能去除样品中绝大部分内毒素，但无法保证回收的DNA完全不含内毒素。需要说明的是，我们已成功使用该试剂盒回收的质粒DNA转染多种耐受性强的细胞系。尽管其他供应商可能宣称其小提试剂盒"无内毒素"，但通常仍可检测到微量内毒素存在。

为确保实验材料无内毒素污染，建议遵循以下操作规范：首选经认证的无热原/内毒素一次性塑料耗材（市售多种品牌可选），避免使用玻璃器皿—因其表面易吸附内毒素且常规清洗和高压灭菌均无法有效清除（若必须使用玻璃器皿，需180℃干热过夜处理）。特别注意曾接触细菌的灭菌锅会造成玻璃器皿二次污染。

可进行内毒素去除加强版的操作步骤。若Buffer ER出现沉淀，请于37℃加热至完全溶解并充分混匀后使用。加入ER缓冲液后需上下颠倒以确保充分混匀。

柱平衡是通过Buffer PS预处理吸附柱，目的是激活硅基质膜，提高其对质粒DNA的结合效率，从而提升最终产物的纯度和得率。

非必需，但建议添加以便监控裂解（变蓝色）和中和（无色+白色沉淀）效果。

若所提质粒拷贝数较低或大于10 kb的大质粒，可加大菌体使用量，同时按照比例增加Buffer P1、Buffer P2、Buffer E3的用量保证菌体可以被完全裂解，洗脱缓冲液Endo-Free Buffer EB应在65℃-70 ℃水浴锅预热，同时在吸附和洗脱时可以适当地延长时间，以增加提取效率。

（1）质粒拷贝数：载体因拷贝数差异会造成质粒产量明显的波动。高拷贝数的载体常有2-3倍的产量波动，（每毫升培养过夜的菌液，高拷贝数的质粒载体产量为3-16 μg）。长片段质粒和表达型载体常以中低拷贝数为主，每毫升菌液的产量约为0.5~2 μg；

◇低拷贝质粒：pBR322, pACYC 及其衍生载体，pSC101 及其衍生载体，SuperCos, pWE15；

◇高拷贝质粒：pTZ, pUC, pBS, pGM-T；

（2）菌种问题：菌种保存过程中存在质粒丢失现象，培养细菌前最好先划线活化，以稳定产量；

（3） 细菌未充分裂解：细菌须在Buffer P1/RNase A 中充分重悬，成团的细菌因无法裂解会降低产量；

（4） 试剂准备有误：Buffer P2、Buffer E3有沉淀析出，需37℃水浴几分钟至清亮方可使用；Buffer PW加入乙醇体积不准确（使用前应按照试剂瓶标签的说明在Buffer PW中加入无水乙醇）；

（5）将Endo-Free Buffer EB预热至65℃-70 ℃，并重复二次洗脱；

（6）培养时间过长或在 2-8℃保存时间过长会明显降低产量，建议使用新鲜的菌液。

37℃水浴混匀至澄清后使用。

加入Buffer P2后应温和混匀，不要剧烈震荡，以免打断基因组DNA。此

步骤所用时间应不超过5分钟，避免质粒受到破坏

导致RNA污染，需补加RNase A至Buffer P1（终浓度200 μg/mL），混匀后2-8℃保存。

乙醇残留。Endo-Free Buffer PW 洗涤后应尽量离心去除残留的液体，待硅胶膜完全干燥后再加入洗脱缓冲液。

不可以，因为酵母是真菌，细胞壁比大肠杆菌（细菌）的更厚，因此使用CW2104M更难裂解，建议使用Yeast Plasmid Mini Kit（CW0509S）提取。

可以。最好按照标准存放。

（1）储存温度不当或超出有效期：已加入RNase A的Buffer P1长时间室温放置可能会出现酶活下降，使用后应及时放回2 ~ 8℃。

（2）菌液体积过高：由于菌体数量过多，导致Buffer P1中RNase A不足以消化菌体中的RNA，建议减少菌液体积进行实验。

可以，该试剂盒提取的质粒纯度满足测序、PCR、酶切和转染等需求。

可以使用无菌无内毒素的核酸酶游离水（pH 7.0-8.5）从离心柱中洗脱DNA，以获得最佳洗脱效率。如需长期保存DNA，推荐使用试剂盒配套的DNA洗脱缓冲液。

在质粒条带上方出现的拖尾现象可能表明质粒提取物中存在基因组DNA污染。虽然这种情况并不常见，但基因组DNA可能在裂解过程中被剪切并与质粒共同纯化。加入Buffer P2后剧烈摇晃或涡旋可能会产生断裂的基因组DNA，应避免这种情况。如果裂解液非常粘稠且混合不均匀，建议减少实验使用的细胞起始量。

A260/280比值通过比较核酸最大吸收峰260nm与蛋白质最大吸收峰280nm的吸光度值，可评估所洗脱DNA的相对纯度。若中和反应不充分或洗涤步骤不完全，可能导致过量蛋白质残留在基质中并与DNA共同洗脱。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。

虽然Endo-Free Buffer PW能去除样品中绝大部分内毒素，但无法保证回收的DNA完全不含内毒素。需要说明的是，我们已成功使用该试剂盒回收的质粒DNA转染多种耐受性强的细胞系。尽管其他供应商可能宣称其小提试剂盒"无内毒素"，但通常仍可检测到微量内毒素存在。

为确保实验材料无内毒素污染，建议遵循以下操作规范：首选经认证的无热原/内毒素一次性塑料耗材（市售多种品牌可选），避免使用玻璃器皿—因其表面易吸附内毒素且常规清洗和高压灭菌均无法有效清除（若必须使用玻璃器皿，需180℃干热过夜处理）。特别注意曾接触细菌的灭菌锅会造成玻璃器皿二次污染。

柱平衡是通过Buffer PS预处理吸附柱，目的是激活硅基质膜，提高其对质粒DNA的结合效率，从而提升最终产物的纯度和得率。

针对低拷贝或大质粒(>10 kb)的提取，建议采取以下优化措施：可适当增加菌体培养体积，但需确保单管处理量不超过5×10⁷个酵母细胞，同时按照比例增加Buffer P1、Buffer P2、Buffer N3的用量保证菌体可以被完全裂解，若超量需分多管处理，洗脱缓冲液Buffer EB应在65℃-70 ℃水浴锅预热，同时在吸附和洗脱时可以适当地延长时间，以增加提取效率。对于>10 kb的大质粒，裂解混匀操作需格外轻柔以防DNA剪切。

（1）酵母细胞裂解不充分：严格按说明书加入40mg玻璃珠，涡旋振荡10分钟，控制菌体量不超过5×10⁷个酵母细胞（一般对于酿酒酵母OD600=1.0时，相当于1-2×10⁷细胞/mL）；

（2） 试剂准备有误：Buffer P2有沉淀析出时，需加热溶解或放置37℃ 恒温箱中至清亮方可使用；Buffer PW加入乙醇体积不准确（使用前应按照试剂瓶标签的说明在Buffer PW中加入无水乙醇）；

（3）将Buffer EB预热至65℃-70 ℃，并重复二次洗脱；

37℃水浴混匀至澄清后使用。

加入Buffer P2后应温和混匀，不要剧烈震荡，以免打断基因组DNA。此

步骤所用时间应不超过10分钟，避免质粒受到破坏。

导致RNA污染，需补加RNase A至Buffer P1（终浓度100 μg/mL），混匀后2-8℃保存。

可以，使用本试剂盒提取的质粒DNA可用于各种分子生物学实验，如连接、转化、测序和文库筛选等。

本试剂盒除适用于酵母细胞外，也可用于大肠杆菌。

乙醇残留。Buffer PW 洗涤后应尽量离心去除残留的液体，待硅胶膜完全干燥后再加入洗脱缓冲液。

可以。最好按照标准存放。

（1）储存温度不当或超出有效期：已加入RNase A的Buffer P1长时间室温放置可能会出现酶活下降，使用后应及时放回2 ~ 8℃。

（2）菌液体积过高：由于菌体数量过多，导致Buffer P1中RNase A不足以消化菌体中的RNA，建议减少菌液体积进行实验。

可以使用水从离心柱中洗脱 DNA。为了达到最佳洗脱效率，请确保水为无核酸酶（nuclease-free）且 pH 值在 7-8.5 之间。如果需长期保存 DNA，建议使用试剂盒提供的 DNA 洗脱缓冲液。

在质粒条带上方出现的拖尾现象可能表明质粒提取物中存在基因组DNA污染。虽然这种情况并不常见，但基因组DNA可能在裂解过程中被剪切并与质粒共同纯化。加入Buffer P2后剧烈摇晃或涡旋可能会产生断裂的基因组DNA，应避免这种情况。如果裂解液非常粘稠且混合不均匀，建议减少小提实验使用的细胞起始量。

A260/280比值通过比较核酸最大吸收峰260nm与蛋白质最大吸收峰280nm的吸光度值，可评估所洗脱DNA的相对纯度。若中和反应不充分或洗涤步骤不完全，可能导致过量蛋白质残留在基质中并与DNA共同洗脱。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。

加入Buffer P2并混匀后溶液应变清亮粘稠，如果溶液未变得清亮，提示可能菌量过大，裂解不彻底，应减少菌体量。

若所提质粒拷贝数较低或大于10 kb的大质粒，可加大菌体使用量，同时按照比例增加Buffer P1、Buffer P2、Buffer N3的用量保证菌体可以被完全裂解，洗脱缓冲液Buffer EB应在65℃-70 ℃水浴锅预热，同时在吸附和洗脱时可以适当地延长时间，以增加提取效率。

（1）质粒拷贝数：载体因拷贝数差异会造成质粒产量明显的波动。高拷贝数的载体常有2-3倍的产量波动，（每毫升培养过夜的菌液，高拷贝数的质粒载体产量为3-16 μg）。长片段质粒和表达型载体常以中低拷贝数为主，每毫升菌液的产量约为0.5~2 μg；

◇低拷贝质粒：pBR322, pACYC 及其衍生载体，pSC101 及其衍生载体，SuperCos, pWE15；

◇高拷贝质粒：pTZ, pUC, pBS, pGM-T；

（2）菌种问题：菌种保存过程中存在质粒丢失现象，培养细菌前最好先划线活化，以稳定产量；

（3） 细菌未充分裂解：细菌须在Buffer P1/RNase A 中充分重悬，成团的细菌因无法裂解会降低产量；

（4） 试剂准备有误：Buffer P2、Buffer N3、Buffer PB有沉淀析出，需37℃水浴几分钟至清亮方可使用（请勿剧烈晃动Buffer P2）；Buffer PW加入乙醇体积不准确（使用前应按照试剂瓶标签的说明在Buffer PW中加入无水乙醇）；

（5）将Buffer EB预热至65℃-70 ℃，并重复二次洗脱；

（6）培养时间过长或在 2-8℃保存时间过长会明显降低产量，建议使用新鲜的菌液。

37℃水浴混匀至澄清后使用，请勿剧烈晃动Buffer P2。

加入Buffer P2后应温和混匀，不要剧烈震荡，以免打断基因组DNA。此

步骤所用时间应不超过5分钟，避免质粒受到破坏。

导致RNA污染，需补加RNase A至Buffer P1（终浓度100 μg/mL），混匀后2-8℃保存。

可以，该试剂盒提取的质粒纯度满足转化、酶切、PCR等需求。

乙醇残留。Buffer PW 洗涤后应尽量离心去除残留的液体，待硅胶膜完全干燥后再加入洗脱缓冲液。

不可以，因为酵母是真菌，细胞壁比大肠杆菌（细菌）的更厚，因此使用CW0500M更难裂解，建议使用Yeast Plasmid Mini Kit（CW0509S）提取

可以。最好按照标准存放。

（1）储存温度不当或超出有效期：已加入RNase A的Buffer P1长时间室温放置可能会出现酶活下降，使用后应及时放回2 ~ 8℃。

（2）菌液体积过高：由于菌体数量过多，导致Buffer P1中RNase A不足以消化菌体中的RNA，建议减少菌液体积进行实验。

本试剂盒未包含去内毒素步骤，提取产物可能影响转染效率。如需进行细胞转染实验，建议选用专门去内毒素的EndoFree Plasmid Mini Kit（CW2106S）进行DNA提取。

可以使用水从离心柱中洗脱 DNA。为了达到最佳洗脱效率，请确保水为无核酸酶（nuclease-free）且 pH 值在 7-8.5 之间。如果需长期保存 DNA，建议使用试剂盒提供的 DNA 洗脱缓冲液。

在质粒条带上方出现的拖尾现象可能表明质粒提取物中存在基因组DNA污染。虽然这种情况并不常见，但基因组DNA可能在裂解过程中被剪切并与质粒共同纯化。加入Buffer P2后剧烈摇晃或涡旋可能会产生断裂的基因组DNA，应避免这种情况。如果裂解液非常粘稠且混合不均匀，建议减少小提实验使用的细胞起始量。

A260/280比值通过比较核酸最大吸收峰260nm与蛋白质最大吸收峰280nm的吸光度值，可评估所洗脱DNA的相对纯度。若中和反应不充分或洗涤步骤不完全，可能导致过量蛋白质残留在基质中并与DNA共同洗脱。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。

简单模板（质粒、大肠杆菌等）延伸时间可缩短至10sec/kb；针对复杂的基因组样本或粗提基因组样本，通常设置延伸时间为20-30sec/kb。

1)可适当提高引物浓度；2）设置梯度退火，找到最合适退火温度；3）适当增加延伸时间或增加PCR循环数；4）检查并调整模板用量，或使用高纯度模板。

需要，PCR反应结束后加入Loading Buffer后方可进行琼脂糖凝胶电泳。

CW3419保真度是普通Taq酶240倍，拥有高保真能力的同时，拥有很好的稳定性和样本兼容性，可替换CW2965。

本产品扩增产物带有 3’-A，可用于TA 克隆。

本产品是由抗体修饰的热启动酶搭配高抗逆Buffer，可进行高特异性的 Hot Start PCR。

非常适合常规PCR扩增与菌液鉴定类实验，兼容粗裂解的动植物组织等。

1）排查引物、模板，加对照实验，重复扩增验证

2）排查反应体系配置以及所用试剂是否正确保存

3）模板量如过大，存在抑制，可适当减少模板添加量

4）简单模板的预变性设置为95℃，30sec-1min，对于复杂的模板，预变性时间延长至3min。