（1）菌体量问题：确保菌液量≥600 μL，培养时间充足。若菌液超过600 μL需离心浓缩，避免超过吸附柱载量；

（2）裂解不完全：加入Buffer L2后需温和颠倒混匀8-10次至溶液变澄清紫色，裂解时间不超过2分钟。若未澄清，减少菌体量或分多管处理；

（3）洗脱条件不佳：使用预热至65℃-75℃的Buffer EB洗脱，室温静置2分钟再离心。可重复洗脱提高产量；

（4）操作错误：确保Buffer PW已按照试剂瓶标签说明的体积加入无水乙醇；避免吸入沉淀导致柱堵塞；

（5）质粒特性影响：低拷贝质粒可增加菌液量至3 mL并按扩展步骤操作；大质粒（＞10 kb）需轻柔裂解以减少DNA剪切。

需离心浓缩菌体，弃上清后用600 μL重悬，再按标准步骤操作。若菌液量大于3 mL，可分批处理。

37℃水浴混匀至澄清后使用。

加入Buffer L2后应温和混匀，不要剧烈震荡，以免打断基因组DNA。此

步骤所用时间应不超过2分钟，避免质粒受到破坏。

导致RNA污染，需补加RNase A至Buffer N3（终浓度100 μg/mL），混匀后2-8℃保存。

可以，该试剂盒提取的质粒纯度满足转化、酶切、PCR等需求。

乙醇残留。Buffer PW 洗涤后应尽量离心去除残留的液体，待硅胶膜完全干燥后再加入洗脱缓冲液。

不可以，因为酵母是真菌，细胞壁比大肠杆菌（细菌）的更厚，因此使用CW2619M更难裂解，建议使用Yeast Plasmid Mini Kit（CW0509S ）提取。

可以。最好按照标准存放。

（1）储存温度不当或超出有效期：已加入RNase A的Buffer N3长时间室温放置可能会出现酶活下降，使用后应及时放回2- 8℃。

（2）菌液体积过高：由于菌体数量过多，导致Buffer N3中RNase A不足以消化菌体中的RNA，建议减少菌液体积进行实验。

本试剂盒未包含去内毒素步骤，提取产物可能影响转染效率。如需进行细胞转染实验，建议选用专门去内毒素的EndoFree Plasmid Mini Kit（CW2106S）进行DNA提取。

可以使用水从离心柱中洗脱 DNA。为了达到最佳洗脱效率，请确保水为无核酸酶（nuclease-free）且 pH 值在 7-8.5 之间。如果需长期保存 DNA，建议使用试剂盒提供的 DNA 洗脱缓冲液。

在质粒条带上方出现的拖尾现象可能表明质粒提取物中存在基因组DNA污染。虽然这种情况并不常见，但基因组DNA可能在裂解过程中被剪切并与质粒共同纯化。加入Buffer P2后剧烈摇晃或涡旋可能会产生断裂的基因组DNA，应避免这种情况。如果裂解液非常粘稠且混合不均匀，建议减少小提实验使用的细胞起始量。

A260/280比值通过比较核酸最大吸收峰260nm与蛋白质最大吸收峰280nm的吸光度值，可评估所洗脱DNA的相对纯度。若中和反应不充分或洗涤步骤不完全，可能导致过量蛋白质残留在基质中并与DNA共同洗脱。

培养基成分和某些细胞成分会降低A260/A230比值。按照实验方案操作可确保去除这些污染物。此外，某些颗粒物可能与DNA一起洗脱，从而影响该比值。若出现这种情况，可在分光光度计（如Nanodrop^®）检测前对洗脱的DNA进行额外15秒离心以沉淀颗粒物。